Clinfelivet

Vermes pulmonares en gatos

Resumen breve

Los parásitos más importantes que habitan las vías aéreas de los gatos son 3 nematodos. Aelurostrongylus abstrusus (Strongylida, Angiostrongilidae), Troglostrongylus brevior (Strongylida, Crenosomatidae) y Capillaria aerophila (syn. Eucoleus aerophila) (Trichinellida, Capillariidae). Otros nematodos que afectan de modo muy poco frecuente al pulmón de los gatos, Oslerus rostratus (Strongylida, Filariodidae), Troglostrongylus subcrenatus (Strongylida, Crenosomatidae) y Angiostrongylus chabaudi…

Introducción

Los parásitos más importantes que habitan las vías aéreas de los gatos son 3 nematodos. Aelurostrongylus abstrusus (Strongylida, Angiostrongilidae), Troglostrongylus brevior (Strongylida, Crenosomatidae) y Capillaria aerophila (syn. Eucoleus aerophila) (Trichinellida, Capillariidae). Otros nematodos que afectan de modo muy poco frecuente al pulmón de los gatos, Oslerus rostratus (Strongylida, Filariodidae), Troglostrongylus subcrenatus (Strongylida, Crenosomatidae) y Angiostrongylus chabaudi (Strongylida, Angiostrongylidae), son descritos de modo ocasional y su papel actual en parasitología felina es cuestionable. Durante mucho tiempo los nematodos respiratorios de los gatos domésticos se han subestimado porque se les consideraba de baja capacidad patógena y algunos parásitos, como Troglostrongylus brevior, han sido prácticamente desconocidos en el gato doméstico hasta hace poco más de 10 años. Además, la inespecificidad de los signos clínicos o su similitud con otras patologías respiratorias ha provocado que, con frecuencia, la presencia de estos parásitos se haya diagnosticado erróneamente como asma felina, bronquitis alérgica o neumonía, entre otras patologías. Por otro lado, el conocimiento de su distribución y prevalencia es bastante limitado debido a la escasez de estudios, lo que dificulta aún más el conocimiento del alcance real de estas patologías en la clínica veterinaria. Sí se conoce que los gatos que tienen un estilo de vida con acceso al exterior y que viven en ambientes que favorecen la proliferación de vectores y hospedadores paraténicos tienen, lógicamente, mayor probabilidad de infección. Sin embargo, el contagio es también posible en gatos de interior, especialmente cuando los vectores tienen fácil acceso al interior de las viviendas, como es el caso de la dirofilariosis felina. Por otro lado, existe un consenso generalizado de que la distribución de los vermes pulmonares felinos ha aumentado por toda Europa, siendo su presencia cada vez más amplia y frecuente. Por todo esto, las verminosis pulmonares felinas han cobrado importancia clínica en los últimos años, lo que ha permitido a veterinarios clínicos tener un mayor conocimiento de estos parásitos y estimar su importancia clínica en el día a día.

Ciclo parasitario

Aelurostrongylus abstrusus y Troglostrongylus brevior son parásitos de los felinos que se encuentran en los alveolos y en los bronquios respectivamente. Sus ciclos de vida indirectos se desarrollan en gastrópodos terrestres que actúan como hospedadores intermediarios. Las larvas 1 (L1) de ambos parásitos pasan desde el sistema respiratorio al tracto gastrointestinal a través de la faringe y son eliminadas al medio ambiente a través de las heces de los animales infectados. En los hospedadores intermediarios (babosas y caracoles) las L1 se desarrollan a L2 y finalmente, en una tercera fase, a L3, que es el estadio infectivo para los vertebrados. Los gatos se infectan por la ingestión de las L3 principalmente por la ingestión de hospedadores paraténicos, como por ejemplo roedores, pájaros y otros pequeños animales y menos habitualmente a través de la ingestión de babosas o caracoles. Hay también evidencias sólidas de que Troglostrongylus brevior se transmite verticalmente desde las hembras infectadas gestantes a los gatitos a través de la leche, mientras que otras vías alternativas de infección, como por ejemplo la eliminación espontánea de L3 por los gastrópodos infectados, también han sido propuestas, pero nunca se han confirmado en condiciones naturales.

Capillaria aerophila tiene un alto número de hospedadores ya que infecta a varias especies de carnívoros incluidos los felinos. Sus estadios adultos viven completa o parcialmente embebidos por debajo de la mucosa de los bronquios y de la tráquea y, después de reproducirse, las hembras ponen huevos que son transferidos a través del moco de las vías aéreas a la faringe, deglutidas y, a través de las heces de animales infectados, llegan al medio ambiente donde maduran. Los animales susceptibles se infectan por la ingestión de huevos maduros que albergan larvas infectivas en el medio ambiente. Se ha propuesto también un posible papel de las lombrices de tierra como hospedadores paraténicos o facultativos

Prevalencia

Las parasitosis del aparato respiratorio de los gatos han cobrado importancia en parasitología veterinaria en los últimos años debido al aumento de su distribución, al redescubrimiento de su significado clínico y a sus características biológicas y epizootiológicas inesperadas. Aelurostrongylus abstrusus es un parásito cosmopolita enzoótico en varios países, mientras que, Troglostrongylus brevior, un parásito de los felinos salvajes ha sido reconocido como agente responsable de bronconeumonía verminosa en los gatos domésticos recientemente y debido a ello solamente ha sido descrito en Europa del sur y del este y en Oriente Medio. En general, Aelurostrongylus abstrusus es más prevalente que Troglostrongylus brevior. Sin embargo, en algunos casos, como en Miconos, Chipre, Israel y la región de los Apeninos de Italia Troglostrongylus brevior se ha encontrado en mayor número que Aelurostrongylus abstrusus. Capillaria aerophila también tiene una distribución mundial y normalmente es el tercero más prevalente en la población de gatos del hemisferio norte. Aspectos epizootiológicos como el estilo de vida, el hábitat y la edad de los gatos, son factores de riesgo para estas parasitosis. Como cabría esperar, los gatos que tienen acceso al exterior son más propensos a las infecciones por nematodos pulmonares debido a que tienen más oportunidades para ingerir hospedadores paraténicos. Los gatos que conviven con fauna salvaje que puede actuar como reservorio natural de Capillaria aerophila (carnívoros salvajes como los zorros) o Troglostrongylus brevior (el gato montés) tienen un mayor riesgo de infección por estos parásitos. Los gatitos y los gatos de menos de un año se infectan más habitualmente por Troglostrongylus brevior.

Durante mucho tiempo, los nematodos respiratorios de los gatos domésticos han sido subestimados debido a que la capacidad patogénica de Aelurostrongylus abstrusus ha sido pasada por alto, a que Troglostrongylus brevior no fue prácticamente conocido hasta hace una década y a que Capillaria aerophila afecta más habitualmente a carnívoros salvajes. Sin embargo, estudios recientes han demostrado que los nematodos que viven en las vías aéreas de los gatos domésticos tienen un papel muy importante en medicina felina y que representan una causa primaria de enfermedades respiratorias.

Patogenia y signos clínicos

El cuadro clínico causado por estos parásitos es inespecífico y se puede confundir con otras enfermedades como infecciones bacterianas, micóticas, cuerpos extraños en las vías aéreas, enfermedad bronquial/asma o cáncer, constituyendo su diagnóstico todo un reto.

Aelurostrongylus abstrusus produce una neumonía verminosa con presentaciones clínicas que varían en su severidad dependiendo de la carga parasitaria, del estado de salud, de la respuesta inmunitaria y de la edad del gato infectado. La aelurostrongilosis puede variar desde una infección subclínica con signos clínicos auto limitantes a otras formas de enfermedad más severa y potencialmente mortal, aunque la mayoría de los animales presentan cuadros de dificultad respiratoria de leve a moderada que suele aparecer un mes más tarde de la infección. En algunos casos pueden aparecer signos de patología del tracto respiratorio superior, tales como estornudos o secreción nasal, como consecuencia de la inflamación en la laringe que se produce durante el tránsito de las L1 deglutidas o por la presencia de moco bronquial en la laringe. Este mecanismo patogénico se ha hipotetizado para Troglostrongylus brevior, pero su similitud en el ciclo de vida con el de Aelurostrongylus abstrusus hace pensar que también en este pueden presentarse estos signos clínicos. La mayoría de los signos clínicos de la aelurostrongilosis vienen del tracto respiratorio inferior siendo los más comunes tos seca o productiva, disnea, taquipnea, respiración abdominal y con la boca abierta. En la auscultación pulmonar se pueden detectar sibilancias y crepitaciones. Menos frecuentemente se pueden hallar también signos clínicos generalizados y no específicos como letargia, pérdida de peso, anorexia y fiebre. En casos de infecciones severas pueden aparecer neumonías complicadas con infecciones bacterianas, efusión pleural o neumotórax, que pueden dar lugar a fallo respiratorio con mucosas cianóticas, acidosis respiratoria y muerte. La inflamación producida por el parásito puede producir potencialmente de modo secundario hipertensión pulmonar.

Aunque los gatos inmunocomprometidos, como por ejemplo aquellos que padecen de modo concomitante coinfecciones retrovirales, han sido considerados tradicionalmente de mayor riesgo para el desarrollo de signos clínicos, un estudio reciente sugiere que la presencia concomitante de infecciones por el virus de la inmunodeficiencia felina (FIV) en gatos infectados por Aelurostrongylus abstrusus no tiene impacto en la severidad de los signos clínicos, en los parámetros sanguíneos, el número de larvas o los hallazgos radiológicos. Esto se podría explicar por el hecho de que la mayoría de las lesiones y signos clínicos son secundarios a la reacción inflamatoria del hospedador frente a los huevos, larvas y adultos de Aelurostrongylus abstrusus en el tracto respiratorio. Por lo tanto, la respuesta inflamatoria contra los estadios parasitarios en animales inmunocomprometidos podría ser más leve en comparación con los gatos inmunocompetentes. Esto significa que los gatos positivos al FIV no siempre van a tener signos clínicos más severos en casos de infección concurrente por Aelurostrongylus abstrusus.

En cuanto a las alteraciones laboratoriales como leucocitosis con eosinofilia y anemia leve, linfocitosis ocasional, monocitosis y basofilia, se pueden encontrar en ocasiones, pero son inespecíficas y no pueden confirmar una sospecha de aelurostrongilosis.

La presentación clínica de las infecciones por Troglostrongylus brevior es similar, aunque este nematodo es más patógeno, especialmente en gatitos y animales jóvenes. La troglontrosgilosis causa bronquitis catarral y neumonía intersticial que en muchas ocasiones pueden comprometer la vida en gatitos y en gatos de menos de un año. Por el contrario, los adultos jóvenes y gatos mayores raramente son infectados por este nematodo y cuando lo son las infecciones suelen cursar de modo subclínico. Troglostrongylus brevior representa una amenaza para la salud felina debido a su posible ruta de transmisión vertical que no ocurre en las infecciones por Aelurostrongylus abstrusus. Los parásitos adultos obstruyen los bronquiolos y causan una hemorragia pulmonar extensa, congestión pulmonar con edema y hepatización parenquimatosa disminuyendo así la superficie de intercambio respiratorio. Si el diagnóstico se demora, las lesiones respiratorias causadas por Troglostrongylus brevior puede ser fatales incluso en el caso de que se administre el tratamiento antihelmíntico apropiado.

Signos de vías respiratorias altas tales como secreción óculo-nasal y estornudos se pueden presentar a menudo en infecciones por Troglostrongylus brevior. Por lo tanto, es muy importante realizar un diagnóstico adecuado ya que estos signos clínicos se pueden confundir con los de otras infecciones del tracto respiratorio superior que son muy comunes en gatitos y gatos jóvenes. Los signos más habituales de vías respiratorias bajas son disnea, taquipnea y tos, seguidos de sibilancias y aumento de los sonidos respiratorios vesiculares que pueden encontrarse en la auscultación pulmonar. En ocasiones, puede haber signos clínicos generales y no específicos como anorexia, hiporexia, letargia, hiper o hipotermia, deshidratación y pobre condición corporal. Troglostrongylus brevior causa daño indirecto en los vasos pulmonares y cardíacos y puede inducir hipertensión pulmonar persistente e irreversible. En áreas enzoóticas, deben ser incluidos en el diagnóstico diferencial de gatos con enfermedad cardiaca e hipertensión pulmonar asociada y una anamnesis compatible (acceso al exterior, acceso a presas).

Al igual que en la aelurostrongilosis, los hallazgos laboratoriales en gatos infectados por Troglostrongylus brevior son inespecíficos. La leucocitosis es un hallazgo común ocasionalmente asociada con una anemia leve, neutrofilia y monocitosis. Laeosinofilia, que es un hallazgo común en enfermedades parasitarias, solamente se presenta en ocasiones en gatos infectados por Troglostrongylus brevior.

En la mayoría de los gatos infectados por Capillaria aerophila se produce una bronquitis crónica que puede causar signos clínicos respiratorios de leves a severos y que en ocasiones pueden dar lugar a un desenlace fatal. Los signos clínicos más frecuentes son dificultad respiratoria, tos seca o productiva, estornudos con secreción nasal, disnea y taquipnea. En la auscultación pulmonar se pueden encontrar sonidos respiratorios aumentados, sibilancias o crepitaciones al final de la inspiración.

En algunos gatos se han descrito soplos cardiacos, aunque no está clara su correlación con la infección. También puede aparecer neumotórax, efusión pleural, enfisema intersticial, edema pulmonar e infecciones bacterianas secundarias. En estos casos la capilariosis puede comprometer la vida de los gatos a pesar de la administración del tratamiento antihelmíntico y de soporte adecuados. Los hallazgos laboratoriales tienen un interés limitado. Leucocitosis con eosinofilia y monocitosis son frecuentes al igual que en otras muchas enfermedades respiratorias felinas.

En áreas enzoóticas se pueden hallar infecciones mixtas por dos o más especies resultando en cuadros clínicos más severos. Por lo tanto, cuando se tiene un gato con signos respiratorios debe ser examinado con las técnicas laboratoriales adecuadas, como por ejemplo el método de Baermann para Aelurostrongylus abstrusus y Troglostrongylus brevior y la flotación para Capillaria aerophila y así poder individualizar los tratamientos de modo adecuado.

Diagnóstico

El cuadro clínico causado por estos parásitos es inespecífico y se puede confundir con otras enfermedades como infecciones bacterianas, micóticas, cuerpos extraños en las vías aéreas, enfermedad bronquial/asma o cáncer, constituyendo su diagnóstico todo un reto.

Aelurostrongylus abstrusus produce una neumonía verminosa con presentaciones clínicas que varían en su severidad dependiendo de la carga parasitaria, del estado de salud, de la respuesta inmunitaria y de la edad del gato infectado. La aelurostrongilosis puede variar desde una infección subclínica con signos clínicos auto limitantes a otras formas de enfermedad más severa y potencialmente mortal, aunque la mayoría de los animales presentan cuadros de dificultad respiratoria de leve a moderada que suele aparecer un mes más tarde de la infección. En algunos casos pueden aparecer signos de patología del tracto respiratorio superior, tales como estornudos o secreción nasal, como consecuencia de la inflamación en la laringe que se produce durante el tránsito de las L1 deglutidas o por la presencia de moco bronquial en la laringe. Este mecanismo patogénico se ha hipotetizado para Troglostrongylus brevior, pero su similitud en el ciclo de vida con el de Aelurostrongylus abstrusus hace pensar que también en este pueden presentarse estos signos clínicos. La mayoría de los signos clínicos de la aelurostrongilosis vienen del tracto respiratorio inferior siendo los más comunes tos seca o productiva, disnea, taquipnea, respiración abdominal y con la boca abierta. En la auscultación pulmonar se pueden detectar sibilancias y crepitaciones. Menos frecuentemente se pueden hallar también signos clínicos generalizados y no específicos como letargia, pérdida de peso, anorexia y fiebre. En casos de infecciones severas pueden aparecer neumonías complicadas con infecciones bacterianas, efusión pleural o neumotórax, que pueden dar lugar a fallo respiratorio con mucosas cianóticas, acidosis respiratoria y muerte. La inflamación producida por el parásito puede producir potencialmente de modo secundario hipertensión pulmonar.

Aunque los gatos inmunocomprometidos, como por ejemplo aquellos que padecen de modo concomitante coinfecciones retrovirales, han sido considerados tradicionalmente de mayor riesgo para el desarrollo de signos clínicos, un estudio reciente sugiere que la presencia concomitante de infecciones por el virus de la inmunodeficiencia felina (FIV) en gatos infectados por Aelurostrongylus abstrusus no tiene impacto en la severidad de los signos clínicos, en los parámetros sanguíneos, el número de larvas o los hallazgos radiológicos. Esto se podría explicar por el hecho de que la mayoría de las lesiones y signos clínicos son secundarios a la reacción inflamatoria del hospedador frente a los huevos, larvas y adultos de Aelurostrongylus abstrusus en el tracto respiratorio. Por lo tanto, la respuesta inflamatoria contra los estadios parasitarios en animales inmunocomprometidos podría ser más leve en comparación con los gatos inmunocompetentes. Esto significa que los gatos positivos al FIV no siempre van a tener signos clínicos más severos en casos de infección concurrente por Aelurostrongylus abstrusus.

En cuanto a las alteraciones laboratoriales como leucocitosis con eosinofilia y anemia leve, linfocitosis ocasional, monocitosis y basofilia, se pueden encontrar en ocasiones, pero son inespecíficas y no pueden confirmar una sospecha de aelurostrongilosis.

La presentación clínica de las infecciones por Troglostrongylus brevior es similar, aunque este nematodo es más patógeno, especialmente en gatitos y animales jóvenes. La troglontrosgilosis causa bronquitis catarral y neumonía intersticial que en muchas ocasiones pueden comprometer la vida en gatitos y en gatos de menos de un año. Por el contrario, los adultos jóvenes y gatos mayores raramente son infectados por este nematodo y cuando lo son las infecciones suelen cursar de modo subclínico. Troglostrongylus brevior representa una amenaza para la salud felina debido a su posible ruta de transmisión vertical que no ocurre en las infecciones por Aelurostrongylus abstrusus. Los parásitos adultos obstruyen los bronquiolos y causan una hemorragia pulmonar extensa, congestión pulmonar con edema y hepatización parenquimatosa disminuyendo así la superficie de intercambio respiratorio. Si el diagnóstico se demora, las lesiones respiratorias causadas por Troglostrongylus brevior puede ser fatales incluso en el caso de que se administre el tratamiento antihelmíntico apropiado.

Signos de vías respiratorias altas tales como secreción óculo-nasal y estornudos se pueden presentar a menudo en infecciones por Troglostrongylus brevior. Por lo tanto, es muy importante realizar un diagnóstico adecuado ya que estos signos clínicos se pueden confundir con los de otras infecciones del tracto respiratorio superior que son muy comunes en gatitos y gatos jóvenes. Los signos más habituales de vías respiratorias bajas son disnea, taquipnea y tos, seguidos de sibilancias y aumento de los sonidos respiratorios vesiculares que pueden encontrarse en la auscultación pulmonar. En ocasiones, puede haber signos clínicos generales y no específicos como anorexia, hiporexia, letargia, hiper o hipotermia, deshidratación y pobre condición corporal. Troglostrongylus brevior causa daño indirecto en los vasos pulmonares y cardíacos y puede inducir hipertensión pulmonar persistente e irreversible. En áreas enzoóticas, deben ser incluidos en el diagnóstico diferencial de gatos con enfermedad cardiaca e hipertensión pulmonar asociada y una anamnesis compatible (acceso al exterior, acceso a presas).

Al igual que en la aelurostrongilosis, los hallazgos laboratoriales en gatos infectados por Troglostrongylus brevior son inespecíficos. La leucocitosis es un hallazgo común ocasionalmente asociada con una anemia leve, neutrofilia y monocitosis. Laeosinofilia, que es un hallazgo común en enfermedades parasitarias, solamente se presenta en ocasiones en gatos infectados por Troglostrongylus brevior.

En la mayoría de los gatos infectados por Capillaria aerophila se produce una bronquitis crónica que puede causar signos clínicos respiratorios de leves a severos y que en ocasiones pueden dar lugar a un desenlace fatal. Los signos clínicos más frecuentes son dificultad respiratoria, tos seca o productiva, estornudos con secreción nasal, disnea y taquipnea. En la auscultación pulmonar se pueden encontrar sonidos respiratorios aumentados, sibilancias o crepitaciones al final de la inspiración.

En algunos gatos se han descrito soplos cardiacos, aunque no está clara su correlación con la infección. También puede aparecer neumotórax, efusión pleural, enfisema intersticial, edema pulmonar e infecciones bacterianas secundarias. En estos casos la capilariosis puede comprometer la vida de los gatos a pesar de la administración del tratamiento antihelmíntico y de soporte adecuados. Los hallazgos laboratoriales tienen un interés limitado. Leucocitosis con eosinofilia y monocitosis son frecuentes al igual que en otras muchas enfermedades respiratorias felinas.

En áreas enzoóticas se pueden hallar infecciones mixtas por dos o más especies resultando en cuadros clínicos más severos. Por lo tanto, cuando se tiene un gato con signos respiratorios debe ser examinado con las técnicas laboratoriales adecuadas, como por ejemplo el método de Baermann para Aelurostrongylus abstrusus y Troglostrongylus brevior y la flotación para Capillaria aerophila y así poder individualizar los tratamientos de modo adecuado.

Tratamiento y control

Hallazgos radiográficos

La radiografía torácica normalmente es la primera prueba diagnóstica cuando se investigan enfermedades del parénquima pulmonar o de las vías aéreas. Las anormalidades más frecuentemente detectadas en radiografías torácicas en gatos infectados por nematodos respiratorios varían desde patrones pulmonares bronquiales, nodulares, intersticiales con distribución multifocal a patrones alveolares generalizados en estadios iniciales y casos severos. A pesar del hecho de que generalmente no es seguro atribuir alteraciones específicas a una determinada especie de parásito pulmonar se pueden encontrar algunas características específicas de especie. Por otra parte, la correlación entre la presencia y severidad de los signos clínicos y los cambios radiográficos es solamente parcial ya que muchos gatos infectados muestran cambios radiográficos sin signos clínicos evidentes mientras que otros gatos que muestran signos clínicos a menudo también tienen anomalías radiográficas. La severidad de los signos radiográficos no se relaciona de modo constante con la edad, el sexo o la especie de parásito implicada, aunque las lesiones más severas se asocian con infecciones mixtas por Aelurostrongylus abstrusus y Troglostrongylus brevior o por Troglostrongylus brevior solo.

Las alteraciones radiográficas en el caso de la aerulostrongilosis no son específicas presentando a menudo patrones mixtos que se solapan con los que se pueden encontrar en otras patologías (bronquitis, asma, neumonía). Estudios experimentales han demostrado que la severidad de los hallazgos radiográficos se asocia con la dosis infectiva y la cronicidad de la infección y que en fases tempranas hay un patrón alveolar debido al exudado eosinofílico y mononuclear que rodea a los huevos y las larvas de Aelurostrongylus abstrusus. Esta fase de patrón alveolar habitualmente coincide con los problemas clínicos más severos tanto en gatos infectados de modo natural como experimental. La resolución del patrón alveolar coincide con el cambio hacia un patrón intersticial que se convierte o bien en un patrón intersticial nodular o en un patrón intersticial difuso desestructurado siendo este último la característica radiográfica más común de la aerulostrongilosis . La presencia de un patrón bronquial es también bastante frecuente tanto en estudios de campo como experimentales y se puede asociar con patrones alveolares intersticiales y/o vasculares. También se han descrito agrandamientos de la silueta cardíaca debido a la presencia de hipertensión pulmonar reversible o irreversible.

Lo que se sabe de las características radiográficas de la troglostrongilosis es todavía pobre debido a la escasez de estudios clínicos sobre esta enfermedad. El principal hallazgo en gatos con esta infección es un patrón bronquial de moderado a severo asociado o no con patrones alveolares y/o intersticiales. También se han descrito la presencia de patrones intersticiales nodulares o desestructurados. De igual modo que en el caso de la aerulostrongilosis puede encontrarse un patrón alveolar marcado en fases iniciales y/o severas de la enfermedad bien de modo aislado o mixto con la presencia de patrones intersticiales y bronquiales. La presencia de hipertensión pulmonar va a dar lugar también a cardiomegalia derecha.

El conocimiento de las alteraciones radiográficas en la capilariosis es todavía menor. Estudios recientes han indicado que estos cambios pueden variar desde ausentes a una combinación de patrones alveolares, intersticiales o bronquiales.

Los cambios radiográficos pueden ser evidentes antes de la presentación de los signos clínicos en las infecciones por estos parásitos pulmonares tanto en infecciones por una sola especie como mixtas, lo cual subraya la necesidad de realizar test diagnósticos parasitológicos adecuados cuando se hallan alteraciones pulmonares, incluso si estos hallazgos son incidentales.

Ecocardiografía

La bronconeumonía verminosa por Aelurostrongylus abstrusus y Troglostrongylus brevior puede producir afectación cardiaca. En infecciones experimentales tempranas por Aelurostrongylus abstrusus se han visto cambios patológicos en las arterias pulmonares (disrupción del endotelio vascular, hipertrofia e hiperplasia de las células del músculo liso de la media, proliferación de la íntima, oclusión de la luz). Diferentes hipótesis podrían explicar la patogénesis de la hipertensión pulmonar en gatos infectados por este tipo de parásitos. La respuesta inflamatoria del hospedador hacia los adultos, las larvas y los huevos pueden inducir la hipertrofia de la musculatura bronquial junto con la hipertrofia y la hiperplasia de las células del músculo liso de las arterias pulmonares. El consecuente estrechamiento de los diámetros de los vasos pulmonares y del sistema bronquial promueve el desarrollo de hipertensión pulmonar. La presencia de hipertensión pulmonar también ha sido atribuida a una hipoxemia progresiva debido a una disminución en la superficie alveolar funcional como resultado del daño pulmonar. El incremento de la resistencia de la vasculatura pulmonar podría también ser debido a la vasoconstricción de los vasos pulmonares activados por mastocitos e histamina.

No existen datos sobre los efectos cardiovasculares de las infecciones por Capillaria aerophila, aunque un estudio reciente ha demostrado que en gatos con infecciones por este parásito pueden aparecer soplos cardiacos.

Tomografía computerizada

Los hallazgos en tomografía computarizada en gatos infectados por aerulostrongilos han sido descritos tanto en infecciones naturales como experimentales. En infecciones naturales las lesiones predominantes consisten en múltiples nódulos de tamaño variable y distribución amplia a lo largo de los pulmones asociados con infiltrados alveolo-intersticiales, estructuras nodulares multifocales, linfadenopatía generalizada, engrosamiento de la pared bronquial y subpleural y múltiples pequeñas áreas hiperatenuantes ampliamente distribuidas a lo largo de los campos pulmonares. Un estudio reciente ha demostrado la alta precisión de la tomografía computarizada en la evaluación de los daños pulmonares causados por este tipo de vermes. Este estudio en el que había un gato infectado por Troglostrongylus brevior, es el único en el que se hace un análisis de los hallazgos por esta técnica de imagen avanzada. No existen datos acerca de los hallazgos tomográficos en gatos con capilariosis.

Diagnóstico parasitológico

El diagnóstico de las parasitosis respiratorias en gatos es fundamental para poder realizar un tratamiento temprano y eficaz. En los últimos años se ha generado una cantidad significativa de conocimiento sobre métodos innovadores y convencionales para detectar Aerulostrongylus abstrusus, Troglostrongylus brevior y Capillaria aerophila. Los métodos tradicionales consisten en la identificación de los diferentes estadíos (L1 para Aerulostrongylus abstrusus y Troglostrongylus brevior y huevos para Capillaria aerophila) en las heces de los animales infectados. Sin embargo, el análisis microscópico de las heces tiene inconvenientes inherentes que pueden ser superados por los nuevos ensayos genéticos. Muy recientemente también se han desarrollado métodos serológicos.

1) Métodos microscópicos

Las L1 presentes en el moco de las vías aéreas que normalmente asciende por la tráquea y pasan a la faringe es el estadio que se utiliza para el diagnóstico de infecciones por Aerulostrongylus abstrusus y Troglostrongylus brevior. Por lo tanto, las L1 pueden ser encontradas en lavados bronco-alveolares, hisopos faríngeos y secreciones respiratorias de los animales infectados. Sin embargo, las heces constituyen la muestra biológica más apropiada para detectar L1 en el microscopio. De hecho, las L1 llegan al ambiente a través de las heces después de que los gatos infectados degluten la mucosidad respiratoria. La eliminación intermitente de las larvas o un número bajo de las mismas en las heces puede constituir todo un reto diagnóstico en algunos casos y dar lugar a resultados falsos negativos. Por lo tanto, en los casos de un resultado negativo con una sospecha clínica será necesario el examen de muestras de heces de más días, por ejemplo, de muestras de 3 días consecutivos.

La detección de L1 en heces es factible por métodos parasitológicos clásicos como la flotación o sedimentación, aunque la técnica diagnóstica de elección es el test de Baermann, el cual presenta las sensibilidades más altas y permite la detección e identificación de L1 . Con el test de Baermann las L1 migran desde las heces hacia el agua y pueden ser recolectadas después de 12-24 h del sedimento. Para hacer esta prueba se necesitan muestras de heces frescas o almacenadas en refrigeración durante unos días de manera que las larvas permanezcan vivas y con una motilidad suficiente. En caso de que las larvas estén muertas (heces congeladas) la flotación con sulfato de zinc es la siguiente opción mejor ya que las larvas mantendrán sus características morfológicas y podrán ser identificadas. Las L1 de Troglostrongylus brevior son más resistentes que las de Aerulostrongylus abstrusus, siendo muy tolerantes a las bajas temperaturas y permaneciendo vivas y motiles incluso en heces que han permanecido congeladas durante largo tiempo.

Bajo el microscopio las L1 de Aerulostrongylus abstrusus y Troglostrongylus brevior pueden parecer similares, aunque su diferenciación es posible basándose en sus características morfológicas y morfométricas específicas. Aunque las L1 de Aerulostrongylus abstrusus y Troglostrongylus brevior se solapan en longitud y anchura, la primera es generalmente más larga y tiene unos rangos de longitud más amplios. La evaluación microscópica de los extremos de las larvas permite la diferenciación de las L1 de Aerulostrongylus abstrusus y Troglostrongylus brevior. El extremo anterior de la L1 de Aerulostrongylus abstrusus es simple y aparece como una meseta con una apertura terminal oral. El extremo posterior tiene una forma sigmoidea característica que muestra un prominente pliegue ventral, incisuras ventrales y dorsales profundas y un extremo terminal con forma de pomo. Por el contrario, el extremo anterior de la L1 de Troglostrongylus brevior tiene una apertura oral subterminal y una prominencia apical claramente visible. Su extremo posterior posee un pliegue dorsal ausente o superficial, una incisura dorsal profunda y una incisura ventral superficial con un apéndice terminal fino.

Los huevos de Capillaria aerophila se pueden encontrar por las técnicas de flotación y sedimentación. Debido a su característico color amarillento y a su forma de limón, pueden ser confundidos con huevos de Trichuris. Existen diferencias morfológicas y morfométricas específicas entre los huevos de Capillaria aerophila y Trichuris, que son claramente visibles bajo el microscopio. El tamaño de los huevos solamente permite discriminar entre los de Capillaria aerophila y el Trichuris vulpis del perro, teniendo que recurrir, en este caso, a otras características morfológicas para su diferenciación. Los huevos de Capillaria aerophila tienen una red de crestas que se anastomosan en la superficie de la pared, unos polos asimétricos y una ausencia de engrosamiento con forma de anillo en la base de los polos. Esta forma de anillo por el contrario está presente en los huevos de las especies de Trichuris que además tienen una pared lisa. Diferenciar los huevos de Capillaria aerophila de otras especies de capillariid presentes en las heces de los gatos que cazan pájaros infectados se hace principalmente por la observación de la superficie característica de los huevos.

2) Serología

Los inconvenientes del examen microscópico, como por ejemplo la eliminación discontinua o ausencia de L1, el hecho de que las muestras de heces frescas son a veces difíciles de recolectar y que se requiere personal experimentado para la identificación microscópica de las larvas pueden ser superados por la utilización de pruebas serológicas.

Recientemente se ha desarrollado una técnica ELISA a partir de un antígeno de un parásito pulmonar bovino que tiene una sensibilidad del 88,2 % y una especificidad del 90 % siendo una herramienta muy útil tanto para el diagnóstico individual como para el screening poblacional. Diversos estudios muestran que las prevalencias de infección obtenidas por serología son mayores en comparación con los hallazgos a través del examen microscópico de las heces. Esta discrepancia se puede atribuir a la eliminación intermitente de las L1 o a infecciones ocultas bien debido a la fase de prepatencia (los gatos seroconvierten dos semanas post infección [antes de la patencia]) o a infecciones crónicas repetidas donde las L1 no son detectadas a menudo en las heces. Adicionalmente los anticuerpos pueden ser detectados por un periodo de 4-6 semanas después de la muerte de los gusanos adultos lo cual puede ocurrir espontáneamente o como resultado de un tratamiento antihelmíntico satisfactorio. Consecuentemente un positivo por ELISA no siempre se corresponde con una infección activa ya que en ocasiones puede ser debido a una infección ya pasada de modo reciente. Por otro lado, pueden ocurrir resultados falsos negativos cuando la concentración de anticuerpos está por debajo del umbral debido a una infección reciente teniendo en cuenta que este método alcanza su mayor sensibilidad 10 semanas después de la infección o debido a enfermedades concomitantes inmunosupresoras que suprimen la producción de anticuerpos.

Tanto las pruebas en heces como las serológicas no pueden detectar el 100 % de los animales infectados por lo tanto lo deseable sería una combinación de ambos métodos. Se necesitan estudios para el desarrollo de pruebas rápidas para la realización en las clínicas para la detección de Aerulostrongylus abstrusus y Troglostrongylus brevior.

3) Endoscopia y lavado broncoalveolar (BAL)

La broncoscopia y el BAL no son pruebas diagnósticas útiles en gatos infectados por parásitos pulmonares. En animales con una gran concentración de larvas de Aerulostrongylus abstrusus en los alveolos se podrán observar L1 en el análisis de las muestras recogidas por BAL, pero en general constituyen pocos casos en comparación con los hallazgos en el test de Baermann. Las alteraciones bronquiales y los hallazgos citológicos son inespecíficos y se solapan con aquellos que pueden encontrarse en otras enfermedades de las vías aéreas de los gatos. Por lo tanto, la broncoscopia y el BAL no representan métodos fiables para la detección de parásitos pulmonares a menos que se pueda observar la presencia de larvas. De hecho, los exámenes de heces continúan siendo el primer paso diagnóstico ya que la broncoscopia y el BAL son técnicas invasivas que requieren sedación o anestesia general y que pueden no llevarnos a un diagnóstico en los casos de ausencia de tejido pulmonar significativamente afectado, de la presencia de un número limitado de L1, de infecciones pre patentes o de recogida de muestras inadecuadas. Actualmente no existe evidencia disponible del uso de la broncoscopia y el análisis del BAL en gatos con Troglostrongylus brevior o Capillaria aerophila, aunque no hay razón para suponer que puedan tener una utilidad mayor que la descrita para Aerulostrongylus abstrusus.

4) Análisis basado en el DNA

La PCR es una excelente herramienta para la discriminación genética e identificación de Aerulostrongylus abstrusus, Troglostrongylus brevior y Capillaria aerophila en diversas muestras biológicas (heces, sobrenadante de flotación, sedimento de Baermann e hisopos faríngeos). La sensibilidad y la especificidad de esta técnica es muy alta. Diversos estudios han sugerido que los hisopos faríngeos son probablemente las muestras más útiles para el diagnóstico molecular de la aelurostrongilosis y troglostrongilosis. Esto se basa en la sensibilidad obtenida en varios experimentos y por razones prácticas (dificultades para la obtención adecuada de heces en gatos de campo, resultados falsos negativos debido a periodos de prepatencia y de migración larvaria, dificultades en la extracción de DNA de muestras fecales y a la posible presencia de inhibidores de la PCR en heces).

Bibliografía

  1. Traversa, D.; Morelli, S.; Di Cesare, A.; Diakou, A. Felid Cardiopulmonary Nematodes: Dilemmas solved and new questions posed. Pathogens 2021
  2. Di Cesare, A.; Veronesi, F.; Grillotti, E.; Manzocchi, S.; Perrucci, S.; Beraldo, P.; Cazzin, S.; De Liberato, C.; Barros, L.A.; Simonato, G.; et al. Respiratory nematodes in cat populations of Italy. Parasitol. Res. 2015, 114, 4463–4469.
  3. Di Cesare, A.; Veronesi, F.; Traversa, D. Felid lungworms and heartworms in Italy: More questions than answers? Trends Parasitol.
    2015, 31, 665–675.
  4. Traversa, D.; Di Cesare, A. Diagnosis and management of lungworm infections in cats: Cornerstones, dilemmas and new avenues.
    J. Feline Med. Surg. 2016, 18, 7–20.
    Traversa, D.; Di Cesare, A. Feline lungworms: What a dilemma. Trends Parasitol. 2013, 29, 423–430.
  5. Conboy, G.; Guselle, N.; Schaper, R. Spontaneous shedding of metastrongyloid third-stage larvae by experimentally infected
  6. Limax maximus. Parasitol. Res. 2017, 116, 41–54.
  7. Giannelli, A.; Colella, V.; Abramo, F.; do Nascimento Ramos, R.A.; Falsone, L.; Brianti, E.; Varcasia, A.; Dantas-Torres, F.; Knaus, M.; Fox, M.T.; et al. Release of lungworm larvae from snails in the environment: Potential for alternative transmission pathways. PLoS Negl. Trop. Dis. 2015, 9, e0003722.
  8. Stepanovic´, P.; Despotovic´, D.; Dimitrijevic´, S.; Ilic´, T. Clinical-parasitological screening for respiratory capillariosis in cats in urban environments. Helminthologia 2020, 57, 322–334
  9. Taylor, M.A.; Coop, R.L.; Wall, R. Veterinary Parasitology, 3rd ed. 2007; Blackwell Publishing Ltd.: Oxford, UK.
  10. Bowman, D.D. Respiratory system parasites of the dog and cat (Part II): Trachea and bronchi, and pulmonary vessels. In Companion and Exotic Animal Parasitology; Bowman, D.D., Ed.; International Veterinary Information Service: Ithaca, 2000, NY, USA.
  11. Traversa, D.; Di Cesare, A.; Conboy, G. Canine and feline cardiopulmonary parasitic nematodes in Europe: Emerging and underestimated. Parasies Vectors 2010, 3, 62.
  12. Traversa, D.; Morelli, S.; Cassini, R.; Crisi, P.E.; Russi, I.; Grillotti, E.; Manzocchi, S.; Simonato, G.; Beraldo, P.; Viglietti, A.; et al. Occurrence of canine and feline extra-intestinal nematodes in key endemic regions of Italy. Acta Trop. 2019, 193, 227–235.
  13. Salant, H.; Yasur-Landau, D.; Rojas, A.; Otranto, D.; Mazuz, M.L.; Baneth, G. Troglostrongylus brevior is the dominant lungworm infecting feral cats in Jerusalem. Parasitol. Res. 2020, 119, 3443–3450.
  14. Diakou, A.; Sofroniou, D.; Di Cesare, A.; Kokkinos, P.; Traversa, D. Occurrence and zoonotic potential of endoparasites in cats of Cyprus and a new distribution area for Troglostrongylus brevior. Parasitol. Res. 2017, 116, 3429–3435.
  15. Diakou, A.; Di Cesare, A.; Barros, L.A.; Morelli, S.; Halos, L.; Beugnet, F.; Traversa, D. Occurrence of Aelurostrongylus abstrusus and Troglostrongylus brevior in domestic cats in Greece. Parasit. Vectors 2015, 8, 590.
  16. Rehbein, S.; Capári, B.; Duscher, G.; Keidane, D.; Kirkova, Z.; Petkevicˇius, S.; Rapti, D.; Wagner, A.; Wagner, T.; Chester, S.T.; et al. Efficacy against nematode and cestode infections and safety of a novel topical fipronil, (S)-methoprene, eprinomectin and praziquantel combination product in domestic cats under field conditions in Europe. Vet. Parasitol. 2014, 202, 10–17.
  17. Knaus, M.; Shukullari, E.; Rapti, D.; Rehbein, S. Efficacy of Broadline against Capillaria aerophila lungworm infection in cats. Parasitol. Res. 2015, 114, 1971–1975.
  18. Giannelli, A.; Capelli, G.; Joachim, A.; Hinney, B.; Losson, B.; Kirkova, Z.; René-Martellet, M.; Papadopoulos, E.; Farkas, R.; Napoli, E.; et al. Lungworms and gastrointestinal parasites of domestic cats: A European perspective. Int. J. Parasitol. 2017, 47, 517–528.
  19. Beugnet, F.; Bourdeau, P.; Chalvet-Monfray, K.; Cozma, V.; Farkas, R.; Guillot, J.; Halos, L.; Joachim, A.; Losson, B.; Miró, G.; et al. Parasites of domestic owned cats in Europe: Co-infestations and risk factors. Parasites Vectors 2014, 7, 291.
  20. Dimzas, D.; Morelli, S.; Traversa, D.; Di Cesare, A.; Van Bourgonie, Y.R.; Breugelmans, K.; Backeljau, T.; di Regalbono, A.F.; Diakou, A. Intermediate gastropod hosts of major feline cardiopulmonary nematodes in an area of wildcat and domestic cat sympatry in Greece. Parasites Vectors 2020, 13, 345.
  21. Elsheikha, H.M.; Schnyder, M.; Traversa, D.; Di Cesare, A.; Wright, I.; Lacher, D.W. Updates on feline aelurostrongylosis and research priorities for the next decade. Parasites Vectors 2016, 9, 389.
  22. Grandi, G.; Calvi, L.E.; Venco, L.; Paratici, C.; Genchi, C.; Memmi, D.; Kramer, L.H. Aelurostrongylus abstrusus (cat lungworm) infection in five cats from Italy. Vet. Parasitol. 2005, 134, 177–182.
  23. Schnyder, M.; Di Cesare, A.; Basso, W.; Guscetti, F.; Riond, B.; Glaus, T.; Crisi, P.; Deplazes, P. Clinical, laboratory and pathological findings in cats experimentally infected with Aelurostrongylus abstrusus. Parasitol. Res. 2014, 113, 1425–1433.
  24. Philbey, A.W.; Krause, S.; Jefferies, R. Verminous pneumonia and enteritis due to hyperinfection with Aelurostrongylus abstrusus in a kitten. J. Comp. Pathol. 2014, 150, 357–360.
  25. Crisi, P.E.; Di Cesare, A.; Boari, A. Feline troglostrongylosis: Current epizootiology, clinical features, and therapeutic options.
    Front. Vet. Sci. 2018, 5, 126.
  26. Crisi, P.E.; Aste, G.; Traversa, D.; Di Cesare, A.; Febo, E.; Vignoli, M.; Santori, D.; Luciani, A.; Boari, A. Single and mixed feline lungworm infections: Clinical, radiographic and therapeutic features of 26 cases (2013-2015). J. Feline Med. Surg. 2017, 19, 1017–1029.
  27. Traversa, D.; Di Cesare, A.; Milillo, P.; Iorio, R.; Otranto, D. Aelurostrongylus abstrusus in a feline colony from central Italy: Clinical features, diagnostic procedures and molecular characterization. Parasitol. Res. 2008, 103, 1191–1196.
  28. Yildiz, K.; Duru, S.Y.; Gokpinar, S. Alteration in blood gases in cats naturally infected with Aelurostrongylus abstrusus. J. Small Anim. Pract. 2011, 52, 376–379.
  29. Vezzosi, T.; Perrucci, S.; Parisi, F.; Morelli, S.; Maestrini, M.; Mennuni, G.; Traversa, D.; Poli, A. Fatal pulmonary hypertension and right-sided congestive heart failure in a kitten infected with Aelurostrongylus abstrusus. Animals 2020, 10, 2263.
  30. Mooney, E.T.; Rozanski, E.A.; King, R.G.P.; Sharp, C.R. Spontaneous pneumothorax in 35 cats (2001–2010). J. Feline Med. Surg.
    2012, 14, 384–391.
  31. Miller, B.H.; Roudebush, P.; Ward, H.G. Pleural effusion as a sequela to aelurostrongylosis in a cat. J. Am. Vet. Med. Assoc. 1984,
    185, 556–557.
  32. Dirven, M.; Szatmári, V.; van den Ingh, T.; Nijsse, R. Reversible pulmonary hypertension associated with lungworm infection in a young cat. J. Vet. Cardiol. 2012, 14, 465–474.
  33. Traversa, D.; Guglielmini, C. Feline aelurostrongylosis and canine angiostrongylosis: A challenging diagnosis for two emerging verminous pneumonia infections. Vet. Parasitol. 2008, 157, 163–174.
  34. Murad, B.; Yankova, S.; Shiron, M.; Tonev, A.; Iliev, P.; Kirkova, Z.; Tsachev, I. Clinical cases of Aelurostrongylus abstrusus and feline immunodeficiency virus co-infection in cats. Tradit. Mod. Vet. Med. 2019, 4, 46–50.
  35. Ellis, A.E.; Brown, C.A.; Yabsley, M.J. Aelurostrongylus abstrusus larvae in the colon of two cats. J. Vet. Diagn. Investig. 2010, 22, 652–655.
  36. Barrs, V.R.; Swinney, G.R.; Martin, P.; Nicoll, R.G. Concurrent Aelurostrongylus abstrusus infection and salmonellosis in a kitten. Aust. Vet. J. 1999, 77, 229–232.
  37. Giannelli, A.; Passantino, G.; Ramos, R.A.N.; Lo Presti, G.; Lia, R.P.; Brianti, E.; Dantas-Torres, F.; Papadopoulos, E.; Otranto, D. Pathological and histological findings associated with the feline lungworm Troglostrongylus brevior. Vet. Parasitol. 2014, 204, 416–419.
  38. Jefferies, R.; Vrhovec, M.G.; Wallner, N.; Catalan, D.R. Aelurostrongylus abstrusus and Troglostrongylus sp. (Nematoda: Metas- trongyloidea) infections in cats inhabiting Ibiza, Spain. Vet. Parasitol. 2010, 173, 344–348.
  39. Sykes, J.E. Pediatric feline upper respiratory disease. Vet. Clin. North Am. Small Anim. Pract. 2014, 44, 331–342.
  40. Diakou, A.; Di Cesare, A.; Aeriniotaki, T.; Traversa, D. First report of Troglostrongylus brevior in a kitten in Greece. Parasitol. Res. 2014, 113, 3895–3898.
  41. Crisi, P.E.; Traversa, D.; Di Cesare, A.; Luciani, A.; Civitella, C.; Santori, D.; Boari, A. Irreversible pulmonary hypertension associated with Troglostrongylus brevior infection in a kitten. Res. Vet. Sci. 2015, 102, 223–227.
  42. Di Cesare, A.; di Regalbono, A.; Tessarin, C.; Seghetti, M.; Iorio, R.; Simonato, G.; Traversa, D. Mixed infection by Aelurostrongylus abstrusus and Troglostrongylus brevior in kittens from the same litter in Italy. Parasitol. Res. 2014, 113, 613–618.
  43. Conboy, G. Helminth parasites of the canine and feline respiratory tract. Vet. Clin. North Am. Small Anim. Pract. 2009, 39, 1109–1126.
  44. Traversa, D.; Di Cesare, A.; Di Giulio, E.; Castagna, G.; Schaper, R.; Braun, G.; Lohr, B.; Pampurini, F.; Milillo, P.; Strube, K. Efficacy and safety of imidacloprid 10%/moxidectin 1% spot-on formulation in the treatment of feline infection by Capillaria aerophila. Parasitol. Res. 2012, 111, 1793–1798.
  45. Traversa, D.; Di Cesare, A.; Milillo, P.; Iorio, R.; Otranto, D. Infection by Eucoleus aerophilus in dogs and cats: Is another extra-intestinal parasitic nematode of pets emerging in Italy? Res. Vet. Sci. 2009, 87, 270–272.
  46. Elhamiani Khatat, S.; Rosenberg, D.; Benchekroun, G.; Polack, B. Lungworm Eucoleus aerophilus (Capillaria aerophila) infection in a feline immunodeficiency virus-positive cat in France. J. Feline Med. Surg. Open Rep. 2016, 2, 2055116916651649.
  47. Febo, E.; Crisi, P.E.; Traversa, D.; Luciani, A.; Di Tommaso, M.; Pantaleo, S.; Santori, D.; Di Cesare, A.; Boari, A.; Terragni, R.; et al. Comparison of clinical and imaging findings in cats with single and mixed lungworm infection. J. Feline Med. Surg. 2019, 21, 581–589.
  48. Genchi, M.; Ferrari, N.; Fonti, P.; De Francesco, I.; Piazza, C.; Viglietti, A. Relation between Aelurostrongylus abstrusus larvae excretion, respiratory and radiographic signs in naturally infected cats. Vet. Parasitol. 2014, 206, 182–187.
  49. Lacava, G.; Zini, E.; Marchesotti, F.; Domenech, O.; Romano, F.; Manzocchi, S.; Venco, L.; Auriemma, E. Computed tomography, radiology and echocardiography in cats naturally infected with Aelurostrongylus abstrusus. J. Feline Med. Surg. 2017, 19, 446–453.
  50. Dennler, M.; Bass, D.A.; Gutierrez-Crespo, B.; Schnyder, M.; Guscetti, F.; Di Cesare, A.; Deplazes, P.; Kircher, P.R.; Glaus, T.M. Thoracic computed tomography, angiographic computed tomography, and pathology findings in six cats experimentally infected with aelurostrongylus abstrusus. Vet. Radiol. Ultrasound 2013, 54, 459–469.
  51. Losonsky, J.M.; Smith, F.G.; Lewis, R.E. Radiographic findings of Aelurostrongylus abstrusus infection in cats. J. Am. Anim. Hosp. Assoc. 1978, 14, 348–355.
  52. Naylor, J.R.; Hamilton, J.M.; Weatherley, A.J. Changes in the ultrastructure of feline pulmonary arteries following infection with the lungworm Aelurostrongylus abstrusus. Br. Vet. J. 1984, 140, 181–190.
  53. Macdonald, E.S.; Norris, C.R.; Berghaus, R.B.; Griffey, S.M. Clinicopathologic and radiographic features and etiologic agents in cats with histologically confirmed infectious pneumonia: 39 cases (1991–2000). J. Am. Vet. Med. Assoc. 2003, 223, 1142–1150.
  54. Malik, R.; Wigney, D.I.; Muir, D.B.; Gregory, D.J.; Love, D.N. Cryptococcosis in cats: Clinical and mycological assessment of 29 cases and evaluation of treatment using orally administered fluconazole. J. Med. Vet. Mycol. 1992, 30, 133–144.
  55. Hamilton, T.A.; Hawkins, E.C.; DeNicola, D.B. Bronchoalveolar lavage and tracheal wash to determine lung involvement in a cat with cryptococcosis. J. Am. Vet. Med. Assoc. 1991, 198, 655–656.
  56. Mahaffey, M.B. Radiographic-pathologic findings in experimental Aelurostrongylus abstrusus infection in cats. Vet. Radiol. 1979, 20, 81.
  57. Losonsky, J.M.; Thrall, D.E.; Prestwood, A.K. Radiographic evaluation of pulmonary abnormalities after Aelurostrongylus abstrusus inoculation in cats. Am. J. Vet. Res. 1983, 44, 478–482.
  58. Hawley, M.M.; Johnson, L.R.; Traversa, D.; Bucy, D.; Vernau, K.M.; Vernau, W. Respiratory distress associated with lungworm infection in a kitten. J. Feline Med. Surg. Open Rep. 2016, 2, 2055116916675801.
  59. Brianti, E.; Gaglio, G.; Giannetto, S.; Annoscia, G.; Latrofa, M.S.; Dantas-Torres, F.; Traversa, D.; Otranto, D. Troglostrongylus brevior and Troglostrongylus subcrenatus (Strongylida: Crenosomatidae) as agents of broncho-pulmonary infestation in domestic cats. Parasites Vectors 2012, 5, 178.
  60. Traversa, D.; Salda, L.D.; Diakou, A.; Sforzato, C.; Romanucci, M.; di Regalbono, A.F.; Lorio, R.; Colaberardino, V.; Di Cesare, A. Fatal patent troglostrongylosis in a litter of kittens. J. Parasitol. 2018, 104, 418–423.
  61. Venco, L.; Clinica Veterinaria Lago Maggiore, Dormelletto, Novara, Italy. Personal communication.
  62. Stockdale, P.H. The pathogenesis of the lesions elicited by Aelurostrongylus abstrusus during its prepatent period. Pathol. Vet. 1970,
  63. Prather, A.B.; Berry, C.R.; Thrall, D.E. Use of radiography in combination with computed tomography for the assessment of noncardiac thoracic disease in the dog and cat. Vet. Radiol. Ultrasound. 2005, 46, 114–121.
  64. Nafe, L.A.; DeClue, A.E.; Lee-Fowler, T.M.; Eberhardt, J.M.; Reinero, C.R. Evaluation of biomarkers in bronchoalveolar lavage fluid for discrimination between asthma and chronic bronchitis in cats. Am. J. Vet. Res. 2010, 71, 583–591.
  65. Payo-Puente, P.; Diez, A.; Gonzalo-Orden, J.M.; Notomi, M.K.; Rodríguez-Altónaga, J.A.; Rojo-Vázquez, F.A.; Orden, M.A. Computed tomography in cats infected by Aelurostrongylus abstrusus: 2 clinic cases. Int. J. Appl. Res. Vet. Med. 2005, 3, 339–343.
  66. Forrester, S.; Moon, M.; Jacobson, J. Diagnostic evaluation of dogs and cats with respiratory distress. Compedium 2001, 23, 56–59.
  67. Fahy, J.V.; Dickey, B.F. Airway mucus function and dysfunction. N. Engl. J. Med. 2010, 363, 2233–2247.
  68. Lacorcia, L.; Gasser, R.B.; Anderson, G.A.; Beveridge, I. Comparison of bronchoalveolar lavage fluid examination and other diagnostic techniques with the Baermann technique for detection of naturally occurring Aelurostrongylus abstrusus infection in cats. J. Am. Vet. Med. Assoc. 2009, 235, 43–49.
  69. Thienpont, D.; Rochette, F.; Vanparijs, O.F.J. Diagnosing Helminthiasis by Coprological Examination, 2nd ed.; Janssen Research Foundation: Beerse,1986, Belgium.
  70. Faust, E.C.; D’Antoni, J.S.; Odom, V.; Miller, M.J.; Peres, C.; Sawitz, W.; Thomen, L.F.; Tobie, J.; Walker, J.H. A critical study of clinical laboratory technics for the diagnosis of protozoan cysts and helminth eggs in feces 1. Am. J. Trop. Med. Hyg. 1938, s1-18, 169–183.
  71. Manual of Veterinary Parasitological Laboratory Techniques; Ministry of Agriculture, Fisheries and Food (MAAF): 1986, London, UK.
  72. Brianti, E.; Giannetto, S.; Dantas-Torres, F.; Otranto, D. Lungworms of the genus Troglostrongylus (Strongylida: Crenosomatidae): Neglected parasites for domestic cats. Vet. Parasitol. 2014, 202, 104–112.
  73. Diakou, A.; Psalla, D.; Migli, D.; Di Cesare, A.; Youlatos, D.; Marcer, F.; Traversa, D. First evidence of the European wildcat (Felis silvestris silvestris) as definitive host of Angiostrongylus chabaudi. Parasitol. Res. 2016, 115, 1235–1244.
  74. Otranto, D.; Brianti, E.; Dantas-Torres, F. Troglostrongylus brevior and a nonexistent “dilemma”. Trends Parasitol. 2013, 29, 517–518.
  75. Geng, J.; Elsemore, D.A.; Oudin, N.; Ketzis, J.K. Diagnosis of feline whipworm infection using a coproantigen ELISA and the prevalence in feral cats in southern Florida. Vet. Parasitol. Reg. Stud. Rep. 2018, 14, 181–186.
  76. Traversa, D.; Di Cesare, A.; Lia, R.P.; Castagna, G.; Meloni, S.; Heine, J.; Strube, K.; Milillo, P.; Otranto, D.; Meckes, O.; et al. New insights into morphological and biological features of Capillaria aerophila (Trichocephalida, Trichuridae). Parasitol. Res. 2011, 109, 97–104.
  77. Koyama, K. Characteristics and incidence of large eggs in Trichuris muris. Parasitol. Res. 2013, 112, 1925–1928.
  78. Borba, V.; Enoki, M.; Lopes-Torres, E.J.; Machado-Silva, J.R.; Iñiguez, A.M. New data on eggshell structure of capillariid species: A SEM perspective. Parasitol. Res. 2021, 120, 963–970.
  79. Hamilton, J.M.; Roberts, R.J. Immunofluorescence as a diagnostic procedure in lungworm disease of the cat. Vet. Rec. 1968, 83,
    401–403.
  80. Briggs, K.R.; Yaros, J.P.; Liotta, J.L.; Lucio-Forster, A.; Lee, A.C.; Bowman, D.D. Detecting Aelurostrongylus abstrusus-specific IgG antibody using an immunofluorescence assay. J. Feline Med. Surg. 2013, 15, 1114–1118.
  81. Zottler, E.M.; Strube, C.; Schnyder, M. Detection of specific antibodies in cats infected with the lung nematode Aelurostrongylus abstrusus. Vet. Parasitol. 2017, 235, 75–82.
  82. Von Holtum, C.; Strube, C.; Schnieder, T.; von Samson-Himmelstjerna, G. Development and evaluation of a recombinant antigen-based ELISA for serodiagnosis of cattle lungworm. Vet. Parasitol. 2008, 151, 218–226.
  83. Cavalera, M.A.; Schnyder, M.; Gueldner, E.K.; Furlanello, T.; Iatta, R.; Brianti, E.; Strube, C.; Colella, V.; Otranto, D. Serological survey and risk factors of Aelurostrongylus abstrusus infection among owned cats in Italy. Parasitol. Res. 2019, 118, 2377–2382.
  84. Di Cesare, A.; Gueldner, E.K.; Traversa, D.; Veronesi, F.; Morelli, S.; Crisi, P.E.; Pampurini, F.; Strube, C.; Schnyder, M. Seropreva- lence of antibodies against the cat lungworm Aelurostrongylus abstrusus in cats from endemic areas of Italy. Vet. Parasitol. 2019, 272, 13–16.
  85. Gueldner, E.K.; Gilli, U.; Strube, C.; Schnyder, M. Seroprevalence, biogeographic distribution and risk factors for Aelurostrongylus abstrusus infections in Swiss cats. Vet. Parasitol. 2019, 266, 27–33.
  86. Morelli, S.; Diakou, A.; Di Cesare, A.; Schnyder, M.; Colombo, M.; Strube, C.; Dimzas, D.; Latino, R.; Traversa, D. Feline lungworms in Greece: Copromicroscopic, molecular and serological study. Parasitol. Res. 2020, 119, 2877–2883.
  87. Ribeiro, V.M.; Lima, W.S. Larval production of cats infected and re-infected with Aelurostrongylus abstrusus (Nematoda: Proto- strongylidae). Rev. Med. Vet. 2001, 152, 815–820.
  88. Crisi, P.E.; Johnson, L.R.; Di Cesare, A.; De Santis, F.; Di Tommaso, M.; Morelli, S.; Pantaleo, S.; Luciani, A.; Schaper, R.; Pampurini, F.; et al. Evaluation of bronchoscopy and bronchoalveolar lavage findings in cats with Aelurostrongylus abstrusus in comparison to cats with feline bronchial disease. Front. Vet. Sci. 2019, 6, 337.
  89. Traversa, D.; Iorio, R.; Otranto, D. Diagnostic and clinical implications of a nested PCR specific for ribosomal DNA of the feline lungworm Aelurostrongylus abstrusus (Nematoda, Strongylida). J. Clin. Microbiol. 2008, 46, 1811–1817.
  90. Di Cesare, A.; Iorio, R.; Crisi, P.; Paoletti, B.; Di Costanzo, R.; Dimitri, C.F.; Traversa, D. Treatment of Troglostrongylus brevior (Metastrongyloidea, Crenosomatidae) in mixed lungworm infections using spot-on emodepside. J. Feline Med. Surg. 2015
  91. Di Cesare, A.; Veronesi, F.; di Regalbono, A.F.; Iorio, R.; Traversa, D. Novel molecular assay for simultaneous identification of neglected lungworms and heartworms affecting cats. J. Clin. Microbiol. 2015, 53, 3009–3013.
  92. Traversa, D.; Romanucci, M.; Di Cesare, A.; Malatesta, D.; Cassini, R.; Iorio, R.; Seghetti, M.; Della Salda, L. Gross and histopathological changes associated with Aelurostrongylus abstrusus and Troglostrongylus brevior in a kitten. Vet. Parasitol. 2014, 201, 158–162.
  93. Traversa, D.; Lepri, E.; Veronesi, F.; Paoletti, B.; Simonato, G.; Diaferia, M.; Di Cesare, A. Metastrongyloid infection by Aelurostrongylus abstrusus, Troglostrongylus brevior and Angiostrongylus chabaudi in a domestic cat. Int. J. Parasitol. 2015, 45, 685–690.
  94. Fuehrer, H.-P.; Morelli, S.; Bleicher, J.; Brauchart, T.; Edler, M.; Eisschiel, N.; Hering, T.; Lercher, S.; Mohab, K.; Reinelt, S.; et al. Detection of Crenosoma spp., Angiostrongylus vasorum and Aelurostrongylus abstrusus in gastropods in Eastern Austria. Pathogens 2020, 9, 1046.
  95. Di Cesare, A.; Morelli, S.; Colombo, M.; Simonato, G.; Veronesi, F.; Marcer, F.; Diakou, A.; D’Angelosante, R.; Pantchev, N.; Psaralexi, E.; et al. Is angiostrongylosis a realistic threat for domestic cats? Front. Vet. Sci. 2020, 7, 195.
  96. Di Cesare, A.; Di Francesco, G.; di Regalbono, A.F.; Eleni, C.; De Liberato, C.; Marruchella, G.; Iorio, R.; Malatesta, D.; Romanucci, M.R.; Bongiovanni, L.; et al. Retrospective study on the occurrence of the feline lungworms Aelurostrongylus abstrusus and Troglostrongylus spp. in endemic areas of Italy. Vet. J. 2015, 203, 233–238.
  97. Crisi, P.E.; Di Cesare, A.; Traversa, D.; Vignoli, M.; Morelli, S.; Di Tommaso, M.; De Santis, F.; Pampurini, F.; Schaper, R.; Boari, A. Controlled field study evaluating the clinical efficacy of a topical formulation containing emodepside and praziquantel in the treatment of natural cat aelurostrongylosis. Vet. Rec. 2020, 187, E34.
  98. Annoscia, G.; Latrofa, M.S.; Campbell, B.E.; Giannelli, A.; Ramos, R.A.N.; Dantas-Torres, F.; Brianti, E.; Otranto, D. Simultaneous detection of the feline lungworms Troglostrongylus brevior and Aelurostrongylus abstrusus by a newly developed duplex-PCR. Vet. Parasitol. 2014, 199, 172–178.
  99. Giannelli, A.; Ramos, R.A.N.; Annoscia, G.; Di Cesare, A.; Colella, V.; Brianti, E.; Dantas-Torres, F.; Mutafchiev, Y.; Otranto, D. Development of the feline lungworms Aelurostrongylus abstrusus and Troglostrongylus brevior in Helix aspersa snails. Parasitology 2014, 141, 563–569.
  100. Di Cesare, A.; Otranto, D.; Latrofa, M.S.; Veronesi, F.; Perrucci, S.; Lalosevic, D.; Gherman, C.M.; Traversa, D. Genetic variability of Eucoleus aerophilus from domestic and wild hosts. Res. Vet. Sci. 2014, 96, 512–515.
  101. Foster, S.F.; Martin, P. Lower respiratory tract infections in cats: Reaching beyond empirical therapy. J. Feline Med. Surg. 2011, 13, 313–332.
  102. Lewis, D.T.; Merchant, S.R.; Neer, T.M. Ivermectin toxicosis in a kitten. J. Am. Vet. Med. Assoc. 1994, 205, 584–586.
  103. Foster, S.F.; Martin, P.; Allan, G.S.; Barrs, V.R.; Malik, R. Lower respiratory tract infections in cats: 21 cases (1995–2000). J. Feline Med. Surg. 2004, 6, 167–180.
  104. Reinhardt, S.; Ottenjann, M.; Schunack, B.; Kohn, B. Lungworm disease (Aelurostrongylus abstrusus) in a cat. Kleintierpraxis 2004, 49, 239–246.
  105. Iannino, F.; Iannetti, L.; Paganico, D.; Vulpiani, M.P. Evaluation of the efficacy of selamectin spot-on in cats infested with Aelurostrongylus abstrusus (Strongylida, Filariodidae) in a Central Italy cat shelter. Vet. Parasitol. 2013, 197, 258–262.
  106. Traversa, D.; Di Cesare, A.; Milillo, P.; Lohr, B.; Iorio, R.; Pampurini, F.; Schaper, R.; Paoletti, B.; Heine, J. Efficacy and safety of imidacloprid 10%/moxidectin 1% spot-on formulation in the treatment of feline aelurostrongylosis. Parasitol. Res. 2009, 105 Suppl, 55–62.
  107. Traversa, D.; Milillo, P.; Di Cesare, A.; Lohr, B.; Iorio, R.; Pampurini, F.; Schaper, R.; Bartolini, R.; Heine, J. Efficacy and safety of emodepside 2.1%/praziquantel 8.6% spot-on formulation in the treatment of feline aelurostrongylosis. Parasitol. Res. 2009, 105, 83–89.
  108. Böhm, C.; Petry, G.; Schaper, R.; Wolken, S.; Strube, C. Prevention of Lactogenic Toxocara cati Infections in kittens by application of an emodepside/praziquantel spot-on (Profender®) to the pregnant queen. Parasitol. Res. 2015, 114, 175–184.
  109. Heuer, L.; Petry, G.; Pollmeier, M.; Schaper, R.; Deuster, K.; Schmidt, H.; Blazejak, K.; Strube, C.; Di Cesare, A.; Traversa, D.; et al. Efficacy of imidacloprid 10%/moxidectin 1% spot-on formulation (Advocate®) in the prevention and treatment of feline aelurostrongylosis. Parasites Vectors 2020, 13, 65.
  110. Knaus, M.; Chester, S.T.; Rosentel, J.; Kühnert, A.; Rehbein, S. Efficacy of a novel topical combination of fipronil, (S)-methoprene, eprinomectin and praziquantel against larval and adult stages of the cat lungworm, Aelurostrongylus abstrusus. Vet. Parasitol. 2014, 202, 64–68.
  111. Giannelli, A.; Brianti, E.; Varcasia, A.; Colella, V.; Tamponi, C.; Di Paola, G.; Knaus, M.; Halos, L.; Beugnet, F.; Otranto, D. Efficacy of Broadline®spot-on against Aelurostrongylus abstrusus and Troglostrongylus brevior lungworms in naturally infected cats from Italy. Vet. Parasitol. 2015, 209, 273–277.
  112. Raue, K.; Rohdich, N.; Hauck, D.; Zschiesche, E.; Morelli, S.; Traversa, D.; Di Cesare, A.; Roepke, R.K.A.; Strube, C. Efficacy of Bravecto ®Plus spot-on solution for cats (280 mg/ml fluralaner and 14 mg/ml moxidectin) for the prevention of aelurostrongylosis in experimentally infected cats. Parasites Vectors 2021, 14, 110.
  113. Knaus, M.; Visser, M.; Mayr, S.; Rehbein, S. Efficacy of a topical combination of eprinomectin, praziquantel, fipronil and (S)- methoprene against developing and adult Troglostrongylus brevior lungworms (Nematoda, Crenosomatidae) in cats. Vet. Parasitol. X 2020, 4, 100032.
  114. Diakou, A.; Morelli, S.; Dimzas, D.; Di Cesare, A.; Capelli, G.; Parrinello, C.; Pollmeier, M.; Schaper, R.; Traversa, D. Efficacy of a moxidectin/imidacloprid spot-on formulation (Advocate®) for the treatment of Troglostrongylus brevior in naturally infected cats in a field study in Greece. Parasites Vectors 2019, 12, 519.
  115. Traversa, D.; Veronesi, F.; Danesi, P.; Morelli, S.; Crisi, P.E.; Morganti, G.; Iorio, R.; Pampurini, F.; Schaper, R.; Santoro, A.; et al. Pilot study evaluating the efficacy of a topical formulation containing emodepside and praziquantel in the treatment of natural feline troglostrongylosis. Parasites Vectors 2019, 12, 97.
  116. Morelli, S.; di Regalbono, A.F.; Russi, I.; Crisi, P.E.; Simonato, G.; Pampurini, F.; Traversa, D. Efficacy of a spot-on formulation containing imidacloprid and moxidectin in the chemoprevention of cardiopulmonary nematodes of dogs and cats. Summa Anim. Compagnia 2018, 35, 33–38.
  117. Little, S.E.; Hostetler, J.A.; Thomas, J.E.; Bailey, K.L.; Barrett, A.W.; Gruntmeir, K.; Gruntmeir, J.; Starkey, L.A.; Basel, C.; Blagburn, B.L. Moxidectin steady state prior to inoculation protects cats from subsequent, repeated infection with Dirofilaria immitis. Parasites Vectors 2015, 8, 107.
  118. Endres, W.A. Levamisole in treatment of Capillaria aerophilla in a cat. (A case report). Vet. Med. Small Anim. Clin. 1976, 71, 1553.
  119. Norsworthy, G. Feline lungworm treatment case report. Feline Pract. 1975, 5, 14.
  120. Barrs, V.R.; Martin, P.; Nicoll, R.G.; Beatty, J.A.; Malik, R. Pulmonary cryptococcosis and Capillaria aerophila infection in an FIV-positive cat. Aust. Vet. J. 2000, 78, 154–158.
  121. Di Cesare, A.; Veronesi, F.; Capelli, G.; Deuster, K.; Schaper, R.; Basano, F.S.; Nazzari, R.; Paoletti, B.; Traversa, D. Evaluation of the efficacy and safety of aniImidacloprid 10% / moxidectin 1% spot-on formulation (Advocate®, Advantage® Multi) in cats naturally infected with Capillaria aerophila. Parasitol. Res. 2017, 116, 55–64.
  122. Rohdich, N.; Zschiesche, E.; Wolf, O.; Loehlein, W.; Pobel, T.; Gil, M.J.; Roepke, R.K.A. Field effectiveness and safety of fluralaner plus moxidectin (Bravecto® Plus) against ticks and fleas: A European randomized, blinded, multicenter field study in naturally-infested client-owned cats. Parasites Vectors 2018, 11, 598.
  123. Traversa, D.; Venco, L. Parassitologia clinica del cane e del gatto; 2018, Le Point Veterinaire Italie: Milano, Italy; ISBN 8899211345.
  124. Gerdin, J.A.; Slater, M.R.; Makolinski, K.V.; Looney, A.L.; Appel, L.D.; Martin, N.M.; McDonough, S.P. Post-mortem findings in 54 cases of anesthetic associated death in cats from two spay-neuter programs in New York State. J. Feline Med. Surg. 2011, 13, 959–966.
  125. Diakou, A.; Dimzas, D.; Astaras, C.; Savvas, I.; Di Cesare, A.; Morelli, S.; Neofitos, K. Clinical investigations and treatment outcome in a European wildcat (Felis silvestris silvestris) infected by cardio-pulmonary nematodes. Vet. Parasitol. Reg. Stud. Rep. 2020, 19, 100357.
  126. Stevanovic´, O.; Diakou, A.; Morelli, S.; Paraš, S.; Trbojevic´, I.; Nedic´, D.; Sladojevic´, Ž.; Kasagic´, D.; Di Cesare, A. Severe verminous pneumonia caused by natural mixed infection with Aelurostrongylus abstrusus and Angiostrongylus chabaudi in a European wildcat from Western Balkan area. Acta Parasitol. 2019, 64, 411–417.
  127. Morelli, S.; Traversa, D.; Colombo, M.; Raue, K.; Strube, C.; Pollmeier, M.; Di Cesare, A. The effect of the hibernation on the larval development of Troglostrongylus brevior in the land snail Cornu aspersum. Vet. Parasitol. 2020, 282, 109123.
  128. Soares C, Cardoso M, Mestre A, Crisi PE. Case report: Severe and progres- sive bronchopneumonia by Aelurostrongylus abstrusus in an adopted stray cat from Portugal. J Parasit Dis. 2017; 41:976–80.
  129. Kiszely S, Gyurkovszky M, Solymosi N, Farkas R. Survey of lungworm infec- tion of domestic cats in Hungary. Acta Vet Hung. 2019; 67:407–17.
  130. Hobmaier M, Hobmaier A. Mammalian phase of the lung-worm Aeluros- trongylus abstrusus in the cat. J Am Vet Med Assoc. 1935; 87:191–8.
  131. Jezewski W, Bunkowska-Gawlik K, Hildebrand J, Perec-Matysiak A, Laskowski Z. Intermediate and paratenic hosts in the life cycle of Aelurostrongylus abstrusus in natural environment. Vet Parasitology. 2013; 198:401–5.
  132. Grandi G, Comin A, Ibrahim O, Schaper R, Forshell U, Lind EO. Prevalence of helminth and coccidian parasites in Swedish outdoor cats and the first report of Aelurostrongylus abstrusus in Sweden: a coprological investiga- tion. Acta Vet Scand. 2017; 59:19.
  133. Elsheikha HM, Wright I, Wang B, Schaper R. Prevalence of feline lungworm Aelurostrongylus abstrusus in England. Vet Parasitology Reg Stud Rep. 2019; 16:100271.
  134. Garcia-Campos A, Power C, O’Shaughnessy J, Browne C, Lawlor A, McCa- rthy G, et al. One-year parasitological screening of stray dogs and cats in County Dublin. Ireland Parasitology. 2018; 9:1–7.
  135. Zottler EM, Bieri M, Basso W, Schnyder M. Intestinal parasites and lung- worms in stray, shelter and privately owned cats of Switzerland. Parasitol Int. 2019; 69:75–81.
  136. Raue K, Heuer L, Böhm C, Wolken S, Epe C, Strube C. 10-year parasitological examination results (2003 to 2012) of faecal samples from horses, ruminants, pigs, dogs, cats, rabbits and hedgehogs. Parasitol Res. 2017; 116:3315–30.
  137. Hansen AP, Skarbye LK, Vinther LM, Willesen JL, Pipper CB, Olsen CS, et al. Occurrence and clinical significance of Aelurostrongylus abstrusus and other endoparasites in Danish cats. Vet Parasitol. 2017; 234:31–9.
  138. Olsen CS, Willesen JL, Pipper CB, Mejer H. Occurrence of Aelurostrongy- lus abstrusus (Railliet, 1898) in Danish cats: A modified lung digestion method for isolating adult worms. Vet Parasitol. 2015; 210:32–9.
  139. Di Cesare A, Gueldner EK, Traversa D, Veronesi F, Morelli S, Crisi PE, et al. Seroprevalence of antibodies against the cat lungworm Aeluros- trongylus abstrusus in cats from endemic areas of Italy. Vet Parasitol. 2019; 272:13–6.
  140. Abu-Madi MA, Al-Ahbabi DA, Al-Mashhadani MM, Al-Ibrahim R, Pal P, Lewis JW. Patterns of parasitic infections in faecal samples from stray cat populations in Qatar. J Helminthol. 2007; 81:281–6.
  141. Sommerfelt IE, Cardillo N, Lopez C, Ribicich M, Gallo C, Franco A. Prevalence of Toxocara cati and other parasites in cats’ faeces collected from the open spaces of public institutions: Buenos Aires. Argentina Vet Parasitol. 2006; 140:296–301.
  142. Carruth AJ, Buch JS, Braff JC, Chandrashekar R, Bowman DD. Distribu tion of the feline lungworm Aelurostrongylus abstrusus in the USA based on fecal testing. JFMS Open Rep. 2019; 5:2055116919869053.
  143. Adams PJ, Elliot AD, Algar D, Brazell RI. Gastrointestinal parasites of feral cats from Christmas Island. Aust Vet J. 2008; 86:60–3.
  144. 144. Abbate JM, Arfuso F, Gaglio G, Napoli E, Cavalera MA, Giannetto S, et al. Larval survival of Aelurostrongylus abstrusus lungworm in cat litters. J F Med Surg. 2019; 21:992–7.
  145. Pennisi MG, Hartmann K, Addie DD, Boucraut-Baralon C, Egberink H, Frymus T, et al. Lungworm disease in cats: ABCD guidelines on preven- tion and management. J F Med Surg. 2015; 17:626–36.
  146. Hamilton JM. The influence of infestation by Aelurostrongylus abstrusus on the pulmonary vasculature of the cat. Br Vet J. 1970; 126:202–9.
  147. VICH Guideline 9: Good Clinical Practice. Veterinary International Cooperation on Harmonization, European Agency for the Evaluation of Medical Products, CVMP/VICH/595/98-Final, 2000. London.VICH Guideline 7: Efficacy of Anthelmintics: General Requirements., Veterinary International Cooperation on Harmonization, European Agency for the Evaluation of Medical Products / VICH/832/99-corr. 2000. London.
  148. Di Cesare A, Crisi PE, Di Giulio E, Veronesi F, FrangipanediRegalbono A, Talone T, et al. Larval development of the feline lungworm Aelurostron- gylus abstrusus in Helix aspersa. Parasitol Res. 2013; 112:3101–8.
  149. Gerichter CB. Studies on the nematodes parasitic in the lungs of Felidae in Palestine. Parasitology. 1949; 39:251–62.
  150. Böhm C, Wolken S, Schnyder M, Basso W, Deplazes P, Di Cesare A, et al. Efficacy of Emodepside/Praziquantel Spot-on (Profender®) against adult Aelurostrongylus abstrusus Nematodes in Experimentally Infected Cats. Parasitol Res. 2015; 114(Suppl 1): S155–64.
  151. Gould RJ, Fioravanti C, Cook PG, Solomon HF. A model of gastric empty- ing in cats shows solid emptying is promoted by MK-329: a CCK antago- nist. J Nucl Med. 1990; 31:1494–9.
  152. Husnik R, Gaschen FP, Fletcher JM, Gaschen L. Ultrasonographic assess- ment of the effect of metoclopramide, erythromycin, and exenatide on solid-phase gastric emptying in healthy cats. J Vet Intern Med. 2020; 34:99.
  153. Helps CR, Lait P, Damhuis A, Björnehammar U, Bolta D, Brovida C, et al. Factors associated with upper respiratory tract disease caused by feline herpesvirus, feline calicivirus, Chlamydophila felis and Bordetella bronchiseptica in cats: exerience from 218 European catteries. Vet Rec. 2005; 156: 669–73.
  154. Cavalera MA, Colella V, Napoli E, Arfuso F, Panarese R, Brianti E, et al. Shed- ding of feline lungworm larvae and their infectivity to snail intermediate hosts after anthelmintic treatment. Int J Parasitol. 2019; 49: 449–53.
  155. Worm control in dogs and cats. ESCCAP guideline 01, sixth edi- tion. ESCCAP. 2020. Accessed 10 Nov 2020.
  156. Deutschland. Bekämpfung von Würmern (Helminthen) bei Hun- den und Katzen. Deutsche Adaption der ESCCAP-Empfehlung ESCCAP Nr. 1. 2014. Accessed 10 Nov 2020.
  157. Villanueva-saz S et al. Prevalence of microfilariae, antigen and antibodies of feline dirofilariosis infection (Dirofilaria immitis) in the Zaragoza metropolitan area, Spain. Veterinary Parasitology: Regional Studies and Reports, 2021;23:100541
  158. Montoya-Alonso JA, Carretón E, Morchón R, Falcón-Cordón Y, Falcón-Cordón S, Simón F. Prevalence of canine and feline heartworm in the Balearic Islands (Spain). 6º European Dirofilaria and Angiostrongylus Day. July 5-7, 2018 Belgrade
  159. Montoya-Alonso JA, Morchón R, Falcón-Cordón Y, Falcón-Cordón S, Simón F, Carretón E. Prevalence of heartworm in dogs and cats of Madrid, Spain. Parasites & Vectors, 2017;10:354
  160. Montoya-Alonso JA, Carretón E. Morchón R, Silveira-Viera L, Falcón Y, Simón F. The impact of the climate on the epidemiology of Dirofilaria immitis in the pet population of the Canary Islands. Veterinary Parasitology, 2016; 216:66–71
  161. Montoya-Alonso JA, Carretón E, García-Guasch L, Expósito J, Armario B, Morchón R, Simón F. First epidemiological report of feline heartworm infection in the Barcelona metropolitan area (Spain). Parasites & Vectors, 2014;7:506
  162. Montoya-Alonso JA, Carretón E, Corbera JA, Juste MC, Mellado I, Morchón R, Simón F. Current prevalence of Dirofilaria immitis in dogs, cats and humans from the island of Gran Canaria, Spain. Veterinary Parasitology, 2011;176:291–294
  163. Montoya A et al. Implications of zoonotic and vector-borne parasites to free-roaming cats in central Spain. Veterinary Parasitology, 2018;251:125–130
  164. Miró G et al. Current status of L. infantum infection in stray cats in the Madrid region (Spain): implications for the recent outbreak of human leishmaniosis? Parasites & Vectors, 2014;7:112
  165. Millán J y Casanova JC. High prevalence of helminth parasites in feral cats in Majorca Island (Spain). Parasitol Res, 2009;106:183–188
  166. Baker Chetal. Efficacy of a novel topical combination of esafoxolaner, eprinomec- tin and praziquantel for the prevention of heartworm disease in cats. Parasite, 2021;28,30
  167. Carretón E, Costa N, García S, Matos J, Falcón Y, Montoya A, Morchón R: Parásitos respiratorios felinos. Suplemento Argos 2022 febrero.
  168. Kulmer L-M, Unterköfler MS, Fuehrer H-P, Janovska V, Pagac M, Svoboda M, Venco L, Leschnik M: First autochthonous infection of a cat with Dirofilaria inmitis in Austria. Pathogens, 2021; 10, 1104.
  169. Pana D, Radulescu A, Mitrea IL, Ionita M: First report on clinical feline heartworm (Dirofilaria inmitis) infection in Romania. Helminthologia, 2020; 57, 1: 49-56.

Regístrate en CLINVET y podras acceder a todo nuestro contenido totalmente gratis

Sin cuotas, sin sorpresas, sin spam.
En 1 minuto estarás leyendo este artículo.

Especie

Perros371
Gatos279
Reptiles23
Conejos33
Aves22
Otros animales29

Revista

Clinanesvet

Clincardiovet

Clincirvet

Clinetovet

Clinnutrivet

Clinfelivet

Clininfectovet

Clindervet

Clinoncovet

Clinlabvet

Clinurgevet

Clinatv

Accede a CLINVET y podrás visualizar todo nuestro contenido

Recuerda que para poder leer nuestras revistas debes ser un usuario registrado y eso implica la aceptación del aviso legal y los términos y condiciones de uso. Si ya estás registrado inicia sesión.
@
*****
Acceder

Recordar contraseña


No tengo usuario, Registrarse gratis

Regístrate en CLINVET y podrás acceder a todo nuestro contenido

Las revistas Clinvet són exclusivas para veterinarios. Al registrarte, declaras ser veterinario y aceptar los Terminos y Condiciones.
@
*****
Nombre
País
Teléfono
Enviar

¿Has olvidado tu contraseña?

Indícanos tu correo electrónico y recibirás un correo con las instrucciones para restaurarla. Si no lo recibes, revisa tu carpeta de spam.
@
Enviar
Consultas