Cinco agentes causales entran en un pulmón y … neumonía de etiología mixta en una gata

Este caso clínico describe una neumonía de etiología mixta en una gata joven no vacunada, con estilo de vida outdoor y antecedentes de convivencia con otro gato enfermo. La paciente presentó disnea prolongada, apatía e hiporexia, y en la exploración física se observó distrés respiratorio severo. Las pruebas de diagnóstico por imagen revelaron un patrón pulmonar mixto, con una importante consolidación y algo de líquido pleural. El hemograma evidenció anemia, leucocitosis y trombocitopenia, mientras que la bioquímica mostró hiperproteinemia con hipoalbuminemia y elevación de enzimas hepáticas.

Las pruebas serológicas y microbiológicas permitieron identificar cinco agentes etiológicos: Aelurostrongylus abstrusus, Escherichia coli, Enterobacter hormaechei, Chlamydia felis y Calicivirus felino. La presencia simultánea de patógenos virales, bacterianos y parasitarios complicó el cuadro clínico. El cultivo del líquido pleural y el antibiograma fueron fundamentales para ajustar el tratamiento antimicrobiano. Se instauró un protocolo terapéutico con soporte respiratorio, antimicrobianos y antiparasitarios, observándose mejoría clínica tras una semana.

El caso subraya la importancia del diagnóstico etiológico preciso y del uso racional de antibióticos en medicina veterinaria, especialmente ante infecciones multicausales. El pronóstico se mantiene reservado debido a la gravedad del cuadro y la persistencia de alteraciones radiográficas, requiriéndose seguimiento estrecho. Este abordaje multidisciplinar refleja la aplicación del enfoque One Health en el control de resistencias antimicrobianas.

Acude a consulta paciente felino, hembra, no castrada, raza Común europeo de 2 años y 2 meses de edad. La gata tiene un estilo de vida outdoors y convive en una casa con más gatos. Uno de los gatos con los que convive ha estado recientemente en tratamiento por neumonía y rinitis en otro centro veterinario. Relata el tutor que el cultivo de las lesiones del hermano dio positivo a E. coli, y que el antibiograma reveló que la bacteria mostraba resistencia frente a doxiciclina. La anamnesis revela que la gata no presenta plan vacunal ni desparasitaciones al día. Tampoco se ha descartado la presencia de enfermedades víricas felinas frecuentes, como leucemia e inmunodeficiencia felina. No refiere antecedentes médicos ni tratamientos previos.

El motivo de la consulta es porque los propietarios refieren disnea de duración de más de tres semanas, además de apatía, debilidad e hiporexia.

Durante la exploración física el animal presenta apatía generalizada, retención al pliegue cutáneo, normotermia y tiempo de rellenado capilar (TRC) mayor de 2 segundos. Se observa importante distrés respiratorio, con refuerzo abdominal acompañado de crepitaciones pulmonares durante la auscultación, y con una frecuencia respiratoria de 48 rpm (Figura 1). A su vez, también presenta prolapso bilateral del tercer párpado y secreción oculonasal.

En base a la anamnesis y el examen físico, inicialmente la gata es ingresada en una cámara con oxigenoterapia hasta observar un descenso del distrés respiratorio y de la frecuencia respiratoria; posteriormente se realizan pruebas de diagnóstico por imagen y una analítica sanguínea completa.

Se obtuvieron imágenes radiográficas torácicas en proyección ventrodorsal y laterolateral derecha tras una sedación ligera con butorfanol/midazolam, vía endovenosa. Las imágenes radiologías muestran un patrón pulmonar mixto predominantemente alveolar e intersticial difuso afectando de manera generalizada a los lóbulos pulmonares derechos (Figuras 2 y 3). Existe una pérdida de definición vascular, presencia de broncogramas aéreos y signos de consolidación pulmonar en tórax ventral y craneal. La silueta cardíaca no se define con exactitud en ninguna proyección radiológica por lo que no es evaluable. En la proyección ventrodorsal, se confirma la afectación pulmonar asimétrica con mayor densidad en lóbulos pulmonares derechos y zona perihiliar izquierda. El resto de los lóbulos pulmonares presenta un patrón broncointersticial difuso. No se aprecia efusión pleural, neumotórax ni fractura costal.

Se realiza una ecocardiografía T-fast en la que se aprecian multitud de líneas B y zonas hipoecoicas que podrían indicar engrosamiento intersticial del parénquima pulmonar, así como signos compatibles con consolidación pulmonar. Se detecta escaso contenido líquido, compatible con derrame pleural, de aspecto anecoico, del cual se toman muestras para citología y cultivo.

Se realiza una ecografía abdominal en la que únicamente se aprecia una leve esplenomegalia y reactividad de ganglios mesentéricos, sin encontrar ningún otro hallazgo significativo. No se aprecia líquido libre a nivel abdominal.

La serie roja muestra descenso del hematocrito (22.15 %; rango ref: 33.7 – 55.4 %), hemoglobina (7.2 g/dl; rango ref: 10-17) y contaje de eritrocitos 4.45 x 10¹²/l (rango ref: 7.7-12.8). Los valores de VCM y CHCM dentro de la normalidad indican que se trata de una anemia normocítica y normocrómica. Además, muestra trombocitopenia con contaje bajo del número de plaquetas (41 x 10⁹/l; rango ref: 125-618). Mediante frotis sanguíneo se confirma la presencia de agregados plaquetarios, confirmándose un recuento de plaquetas de 4-5 plaquetas por campo (60000-75000 plaquetas). La paciente también presentaba una severa leucocitosis (57.19 x 10⁹/l; rango ref: 3.5-20.7), mostrando importante monocitosis (4.44 x 10⁹/l; rango ref: 0.09-1.21) neutrofilia (41.68 x 10⁹/l; rango ref: 1,63-13.37) y eosinofilia 1.05 x 10⁹/l; rango ref: 0.02-0.49), así como una leve linfocitosis (10.01 x 10⁹/l; rango ref: 0.83-9.1).

La bioquímica muestra un aumento de proteínas totales (94 g/l; rango ref: 54-82), con elevación de las globulinas (82 g/l; rango ref: 15-57) e hipoalbuminemia (13 g/l; rango ref: 22-44). Otros parámetros bioquímicos alterados fueron la ALT (988 U/l; rango ref: 20-100) y la amilasa (2352 U/l; rango ref: 300-1100). El resto de los parámetros evaluados se encontraban dentro de la normalidad, incluyendo otros parámetros hepáticos, renales, glucosa y electrolitos.

Se realiza prueba serológica rápida para detectar la presencia de antígenos de Dirofilaria immitis, antígenos de leucemia felina y anticuerpos frente a la inmunodeficiencia felina mediante la utilización de prueba in vitro SNAP® Feline triple (IDEXX), obteniéndose un resultado negativo para las tres enfermedades.

A su vez se obtiene muestra sanguínea para la detección de Bordetella bronchiseptica, Chlamydia felis, Calicivirus felino y Herpesvirus felino Tipo 1 y Mycoplasma felis.

El examen del frotis del líquido pleural extraído revela la presencia de bacilos gramnegativos, mientras que la muestra se manda a un laboratorio de referencia para su cultivo.

A su vez se toman muestras de heces durante 3 días consecutivos para la detección de Aelurostrongylus abstrusus.

Se instaura terapia de soporte al paciente mediante la administración de fluidoterapia, oxigenoterapia, nebulizaciones con solución salina cada 8 horas seguido de copaje, y sedación ligera con butorfanol ante la sospecha de una neumonía por infección mixta vírica, bacteriana y/o parasitaria. Se instauró un tratamiento antimicrobiano dual siguiendo las recomendaciones internacionales para pacientes con neumonía con signos clínicos severos, mediante la administración de amoxicilina (15 mg/kg/24 h SC) y enrofloxacina (5 mg/kg/24 h SC). Una vez recolectada la muestra para coprocultivo se comienza la administración de fenbendazol a 50 mg/kg durante 5 días consecutivos.

La serología laboratorial obtuvo un resultado positivo para la presencia de Chlamydia felis y Calicivirus Felino.

Asimismo, el test de Baermann llevado a cabo en las heces detectó la presencia de larvas de Aelurostrongylus abstrusus.

Finalmente, el cultivo del líquido pleural extraído aisló dos tipos de microorganismos:Escherichia coli y Enterobacter hormaechei, a los cuales se les realizó un antibiograma.

El antibiograma mostró sensibilidad del cultivo a tetraciclina (D), trimetoprim/sulfametoxazol (D), amikacina (C), cefalexina (C), cefazolina (C), cloranfenicol (C), gentamicina (C), cefovecina (B), cefpodoxima (B), ceftazidima (B), enrofloxacina (B), marbofloxacina (B), orbifloxacina (B), pradofloxacina (B) e imipenem (A). Asimismo, presenta resistencia a los siguientes antibióticos: ampicilina (D), doxiciclina (D) y amoxicilina/clavulánico (C).

Tras los hallazgos obtenidos, se determina un diagnóstico de neumonía mixta producida por diferentes agentes etiológicos de naturaleza vírica, bacteriana y parasitaria:

• Aelurostrongylus abstrusus
• Escherichia coli
• Enterobacter hormaechei
• Chlamydiafelis
• Calicivirus felino

En función de los resultados, se cambió el protocolo antimicrobiano y se inició la administración de oxitetraciclina inyectable (10 mg/kg/24 h SC).

Tras 7 días de tratamiento hospitalario, se aprecia mejoría de síntomas y signos clínicos radiológicos (Figura 4). Se da el alta hospitalaria y se remite a casa, con tratamiento con tetraciclina VO y revisiones continuadas. Se recomienda mantener medidas higienicosanitarias en el hogar y aislamiento respecto al resto de la colonia.

El pronóstico de este paciente es reservado. La neumonía mixta, inducida por la interacción de Aelurostrongylus abstrusus, Escherichia coli, Enterobacter hormaechei, Chlamydia felis y Calicivirus felino, presenta una evolución grave de difícil manejo. La combinación de estos patógenos genera un cuadro clínico complejo, con complicaciones respiratorias severas y un rápido deterioro del estado general de la paciente. Aunque el paciente es dado de alta, la radiografía torácica aún muestra signos de consolidación a nivel pulmonar, por lo que es necesaria una estrecha colaboración entre tutor y equipo veterinario para una correcta resolución de la neumonía.

Chlamydia felis, patógeno intracelular, contribuye a la enfermedad respiratoria superior felina, con manifestaciones clínicas que incluyen conjuntivitis y secreción nasal. Este patógeno, junto con el Calicivirus felino, agrava la inflamación en las vías respiratorias superiores y facilita la proliferación de infecciones bacterianas secundarias. Por su parte, Aelurostrongylus abstrusus, un parásito pulmonar, causa disnea, taquipnea y secreción nasal mucopurulenta, lo que puede llevar a insuficiencia respiratoria. La infección por este parásito se complica por la presencia de infecciones virales y bacterianas concurrentes.

La presencia de Escherichia coli y Enterobacter hormaechei favorece una neumonía bacteriana, a menudo adquirida por diseminación hematógena o por aspiración desde el tracto orofaríngeo o gástrico. Estos patógenos producen afección pulmonar supurativa y septicemia, especialmente en gatos inmunocomprometidos o con infecciones virales concomitantes. Escherichia coli, como agente extraintestinal, está involucrada en infecciones respiratorias graves, contribuyendo al deterioro pulmonar y sistémico del paciente.

En este paciente, el cultivo bacteriológico y el antibiograma resultaron cruciales en la resolución del caso. Ante el avance global de las resistencias bacterianas, los cultivos y antibiogramas en veterinaria son herramientas clave para una prescripción responsable. Estudios han demostrado que el uso empírico de antibióticos en animales sin diagnóstico microbiológico favorece la selección de cepas multirresistentes. La aplicación sistemática de antibiogramas permite reducir el uso de antimicrobianos de amplio espectro, tal como recomiendan organismos internacionales bajo el enfoque One Health. Su implementación no solo mejora la eficacia clínica, sino que también protege la salud humana y ambiental.

1. Bart M, Guscetti F, Zurbriggen A, Pospischil A, Schiller I. Feline infectious pneumonia: a short literature review and a retrospective immunohistological study on the involvement of Chlamydia spp. and distemper virus. Vet J.2000, 159, 220-230.
2. Breitschwerdt EB, DebRoy C, Mexas AM, Brown TT, Remick AK. Isolation of necrotoxigenicEscherichia colifrom a dog with hemorrhagic pneumonia.J Am Vet Med Assoc. 1992, 201, 731-736.
3. Dear JD. Bacterial Pneumonia in Dogs and Cats: An Update. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 2020, 50, 447-465.
4. Grandi G, Calvi LE, Venco L, Paratici C, Genchi C, Memmi D, Kramer LH. Aelurostrongylus abstrusus (cat lungworm) infection in five cats from Italy. Vet Parasitol. 2005, 134, 177-182.
5. Jefferies R, Vrhovec MG, Wallner N, Catalan DR. Aelurostrongylus abstrusus and Troglostrongylus sp. (Nematoda: Metastrongyloidea) infections in cats inhabiting Ibiza, Spain. Vet Parasitol. 2010, 173, 344-348.
6. Johnson JR, Delavari P, Stell AL, Whittam TS, Carlino U, Russo TA. Molecular comparison of extraintestinalEscherichia coliisolates of the same electrophoretic lineages from human and domestic animals.J. Infect. Dis., 2001, 183,154–159.
7. Lappin MR, Blondeau J, Boothe D, Breitschwerdt EB, Guardabassi L, Lloyd DH, Papich MG, Rankin SC, Sykes JE, Turnidge J, Weese JS. Antimicrobial use Guidelines for Treatment of Respiratory Tract Disease in Dogs and Cats: Antimicrobial Guidelines Working Group of the International Society for Companion Animal Infectious Diseases. J Vet Intern Med. 2017, 31, 279-294.
8. Payo-Puente P, Botelho-Dinis M, Carvaja Urueña AM, Payo-Puente M, Gonzalo-Orden JM, Rojo-Vazquez FA. Prevalence study of the lungwormAelurostrongylus abstrususin stray cats of Portugal.J. Feline Med. Surg.2008,10, 242–246.
9. Sura R, Van Kruiningen HJ, DebRoy C, Hinckley LS, Greenberg KJ, Gordon Z, French RA. Extraintestinal pathogenic Escherichia coli-induced acute necrotizing pneumonia in cats. Zoonoses Public Health. 2007, 54, 307-313.
10. Yildiz, K, Duru, SY, Gokpinar, S. Alteration in blood gases in cats naturally infected with Aelurostrongylus abstrusus.J. Small Anim. Pract.2011,52, 376–379.