Transfusión perioperatoria: indicaciones y técnica

El uso de transfusiones perioperatorias en medicina veterinaria es cada vez mas frecuente, ya que actualmente se realizan procedimientos diagnósticos y quirúrgicos cada vez mas complicados y en pacientes mas críticos.

El anestesista, debe estar preparado para detectar y tratar la pérdida de sangre durante la anestesia general y estar familiarizado con la técnica de administración de productos sanguíneos. Las indicaciones mas comunes para realizar una transfusión perioperatoria incluyen la anemia, la coagulopatía y la hipoproteinemia.

La principal consecuencia de la anemia es la disminución de la concentración de hemoglobina en sangre y con ello la capacidad de transportar el oxígeno a los tejidos (hipoxia tisular). Sin embargo, es importante diferenciar entre aquellos pacientes que sufren anemia crónica, de los que padecen una pérdida de sangre o anemia aguda¹:

• En situaciones de anemia crónica, los mecanismos compensatorios de la disminución de hemoglobina han tenido tiempo de ser efectivos, y normalmente los animales suelen presentarse euvolémicos.
• En la anemia aguda además de la capacidad reducida de transporte de oxígeno, se complica con una hipovolemia y se ponen en marcha mecanismos para compensarla rápidamente. Hay que tener en cuenta que la anemia aguda puede darse por sangrado antes o durante cirugía (p.ej. hemoabdomen) y que estos pacientes van a requerir estabilización antes de la administración de anestésicos o durante anestesia, para no empeorar su situación.

Los mecanismos compensatorios son:

1. Anemia crónica:
   a) Aumento del gasto cardiaco (GC): taquicardia, aumento del volumen sanguíneo, aumento de la contractilidad
   b) Redistribución del GC: hacia órganos vitales = corazón y cerebro
   c) Aumento del 2,3-Difosfoglicerato (2,3-DPG) para desplazar la curva de la disociación de la hemoglobina hacia la derecha facilitando la entrega de oxigeno a los tejidos (aumento de la extracción de oxígeno que hace mas efectivo el transporte de O2)
2. Anemia aguda:
   a) Mecanismos rápidos: los barorreceptores arteriales se activan produciendo una activación simpática: taquicardia, vasoconstricción periférica y aumento de la contractilidad con el fin de aumentar el gasto cardiaco. Además se redirige la circulación a órganos vitales, mediante la vasoconstricción de arteriolas.
   b) Mecanismos intermedios: reabsorción de fluido intersticial e intracelular al espacio vascular, liberación de hormona antidiurética para promover la retención de fluidos y activación del eje renina-angiotensina–aldosterona.
   c) La hemodilución disminuye la viscosidad sanguínea, mejorando el flujo sanguíneo y la microcirculación.

Cuando se ha perdido alrededor del 30% del volumen sanguíneo, los mecanismos compensatorios comienzan a fallar comprometiendo la función de los órganos vitales. En animales anestesiados los síntomas de hipovolemia pueden ser sutiles, y no se observa hipotensión hasta haber agotado estos mecanismos compensatorios previamente descritos.

En un estudio se observó que los animales a los que se les iba a realizar una esplenectomía o una lobectomía hepática tenían mas riesgo de sangrado, llegando a requerir una transfusión intraoperatoria².

Para que exista una hemorragia por coagulopatía, las alteraciones deben ser severas, y debemos diferenciar si son debidas a un problema en la hemostasia primaria o secundaria. Las principales funciones del sistema de la coagulación son mantener la sangre en un estado líquido para permitir la circulación a través de los vasos sanguíneos, pero también prevenir la pérdida de sangre masiva tras un daño vascular.

La hemostasia se compone de tres fases que deben estar en equilibrio constante:

• Hemostasia primara (formación del coágulo inicial por la interacción de las plaquetas y el endotelio vascular)
• Hemostasia secundaria (formación del trombo maduro por factores de coagulación)
• Fibrinólisis (rotura de la fibrina una vez se ha resuelto el sangrado y reparado el vaso afectado)

En caso de trombocitopenia de 75 x 10⁹/L se considera riesgo de sangrado y en casos severos de < 50 x10⁹ /L existe un riesgo muy alto. No únicamente debe ser el recuento plaquetar normal, sino que también la funcionalidad de las plaquetas es importante para su correcta activación (tromocitopatía).

Para ello se pueden realizar test de agregometría plaquetar, o tiempo de sangrado de la mucosa bucal (éste se ve aumentado por sedantes y anestésicos hasta 4 min). La fluidoterapia agresiva puede causar hemodilución que puede empeorar la función plaquetar, y ésta ser la causa de la hipocoagulabilidad (siempre y cuando los factores de coagulación sean normales previamente).

Adicionalmente las enfermedades hereditarias de la coagulación cada vez se diagnostican mas comúnmente, como por ejemplo la enfermedad de Von Willenbrand (vWD) en Dóberman Pinscher.

Esta enfermedad puede ser testada genéticamente y en caso de detectar deficiencias de estos factores de coagulación se deben tratar antes de la anestesia (crioprecipitado, desmopresina o plasma fresco congelado) o estar preparados para transfundir al paciente en caso de sangrado (concentrado de eritrocitos y plasma fresco congelado o sangre entera).

Con respecto a la hemostasia secundaria, para que haya un sangrado aparente por coagulopatía, los factores de coagulación se deben haber reducido al 30% de los valores normales.³

Las pruebas de coagulación mas utilizadas para detectar una coagulopatía por un problema en la hemostasia secundaria son los tiempos de coagulación: tiempo de protrombina y tiempo de tromboplastina parcial activado (PT y aPTT respectivamente) sin embargo estas pruebas no son totalmente precisas como predictoras de sangrado o necesidad de transfusión en pequeños animales durante anestesia y cirugía⁴.

Otras pruebas de coagulación incluyen la tromboelastografía (TEG) y la medición del fibrinógeno (si es ≤ 1 g/l puede haber predisposición a hemorragia).

La administración de coloides sintéticos puede afectar a la coagulación mediante la disminución de la actividad del factor VIII y vWF, hemodilución de los otros factores de la coagulación, interacción con la activación de las plaquetas (integrina α_IIbβ₃) y por sus efectos en la maduración del coágulo por disminución de la polimerización de la fibrina y fibrinólisis⁵.

La hipoproteinemia y en especial la hipoalbuminemia, reducen la presión oncótica plasmática (determinada por macromoléculas disueltas en la sangre y que son demasiado grandes para atravesar la membrana capilar). Esta presión, producida por las proteínas plasmáticas (albúmina 85% y globulinas 15%), es responsable de atraer y retener líquidos desde el intersticio al interior del compartimento intravascular.

Los pacientes hipoproteinémicos tienen mayor riesgo de hipotensión durante anestesia por aumento de la fracción libre de fármacos anestésicos que se unen a la albúmina y por una disminución de la presión coloidosmótica plasmática. Adicionalmente, la etiología de la hipoproteinemia afectará al estado general y por tanto al riesgo anestésico del paciente.

La utilización de transfusiones de plasma fresco o plasma fresco congelado para aumentar la concentración de albúmina sérica puede tener un coste elevado en algunos casos¹⁷. Hay que tener en cuenta que se requieren aproximadamente 30 ml/kg de plasma para incrementar la albúmina en 1g/dL. La ventaja es que el plasma no aporta únicamente albúmina sino que también otras proteínas plasmáticas cuyo efecto puede ser beneficioso en función de la enfermedad (p.e. factores de coagulación en casos de hipoproteinemia y coagulopatía).

Una posible alternativa a la transfusión de plasma, es la administración de albúmina para el tratamiento de la hipoalbuminaemia severa (< 1.5 g/dL). Actualmente en españa solo hay disponible en el mercado albúmina humana (5% o 20%). El ritmo de infusión es de 1 – 3 ml/kg/h, y debe tenerse en cuenta que puede haber reacciones adversas (anafilácticas/anafilactoides) durante la administración de albúmina humana a pacientes veterinarios, por ello el debate en cuanto a su efectividad y seguridad continúa hoy en día. El cálculo de la dosis requerida es mediante la siguiente fórmula:

Dosis (g) = 10 x [Alb desada (g/dL) - Alb actual (g/dl)] x 0.3 x peso (kg).

Perros

La especie canina carece de aloanticuerpos preexistentes contra otros grupos sanguíneos, por lo que tras la primera transfusión, el tiempo necesario para la aparición de anticuerpos frente al grupo sanguíneo exógeno es de 4 o 5 días.

Existen 8 grupos sanguíneos en perros pero los que mas causan reacciones transfusionales son el DEA (Dog Erithrocyte Antigen) 1.1, 1.2 y 7. Recientemente se ha descubierto el antigeno “Dal” cuando un Dálmata Dal - fue transfundido con sangre Dal+ dando lugar a una reacción hemolítica habiendo sido testado con el sistema DEA. Además de esta raza, un gran porcentaje de Doberman Pinschers y Shih-tzus son Dal-6.
Idealmente se debe siempre realizar el serotipaje DEA 1 o en su defecto una prueba de reactividad cruzada (cross-match) antes de una transfusión.

Gatos

Los gatos tienen aloanticuerpos preexistentes contra otros grupos sanguíneos por lo que se debe realizarsiempre el serotipaje antes de transfundir a un paciente felino. Los grupos sanguíneos en la especie felina son:

• A (dominante al AB, y tipo mas común). Estos pacientes tendrán aloanticuerpos antiB que causarán aglutinación y hemólisis
• B (en algunas razas de gatos puede ser común p.ej. Persa, British shorthair). Estos animales tendrán aloanticuerpos antiA que causan una fuerte aglutinación y hemólisis y por ello graves reacciones transfusionales
• AB (recesivo al A; co- dominante con el B).

Adicionalmente se ha descrito recientemente otro antígeno felino “MiK” nombrado tras el gato con el que se descubrió⁷. La mayoría de los gatos son MiK+ sin embargo gatos MiK- tendrán aloanticuerpos que pueden producir reacciones transfusionales hemolíticas. De momento, no hay test rápidos para detectar este anticuerpo en gatos.
En la especie felina no existe donante universal por lo que los gatos deben ser siempre serotipados antes de una transfusión, y administrarles únicamente sangre compatible.

Pruebas de reactividad cruzada

Las pruebas de reactividad cruzada consisten en observar la aparición de aglutinación cuando se exponen glóbulos rojos (GR) y plasma de donante y receptor:

• Cross-match mayor = GR del donante + plasma del receptor
• Cross-match menor= GR del receptor + plasma del donante

Las pruebas de compatibilidad cruzada se pueden realizar mediante métodos manuales (microaglutinación en frotis) o mediante test comerciales que tienen buen valor predictivo de reacciones transfusionales hemolíticas⁸.Existe controversia sobre si estas pruebas mejoran la eficacia de la transfusión con mayores aumento del hematocrito postransfusión en gatos^8,9 ya que la realización de cross-match predice la aparición de reacciones transfusionales hemolíticas agudas, pero no garantiza las reacciones transfusionales tardías.

La realización de pruebas de reactividad cruzada esta indicada cuando la probabilidad de reacciones transfusionales es mayor debido a la presencia de aloanticuerpos como en casos de:

• Hembras que han estado gestantes (aloanticuerpos de grupos sanguíenos de los cachorros)
• Animales a los que se les ha transfundido previamente (aloanticuerpos de la sangre transfundida)
• Gatos no transfundidos previamente: existe controversia en la literatura con respecto a la realización protocolaria de cross-match en gatos. Según un estudio recientemente publicado la realización de cross-match mayor no fue considerada necesaria si se realiza un serotipaje sanguíneo en gatos que nunca habían sido transfundidos¹⁰. Sin embargo, debido a la identificación de nuevos antígenos presentes en gatos¹¹, algunos autores si que recomiendan realizar las pruebas de reactividad cruzada en todos los casos^4,12.

Para poder estimar el porcentaje de sangre perdida, primero debemos calcular el volumen sanguíneo aproximado de nuestro paciente:

• Perro: 90 ml/kg p.ej. perro de 20kg: 20kg x 90ml/kg = 1800ml = 1,8L
• Gato: 60ml/kg p.ej. un gato de 4kg: 4kg x 60ml/kg = 240ml

Si detectamos un sangrado agudo y se instaura una fluidoterapia agresiva para tratar la hipovolemia, un animal puede llegar a perder el 40-50% de su volumen sanguíneo, sin embargo la capacidad de transportar oxígeno a los tejidos se verá disminuida.El contenido de oxígeno en sangre arterial (CaO₂) es realmente lo importante para asegurar un adecuado aporte de oxígeno a los tejidos. La CaO₂ depende de la cantidad de Hb, la saturación de la misma y el oxígeno disuelto en sangre arterial (PaO₂). Para entender cómo la anemia afecta a la entrega de oxígeno a los tejidos nos basaremos en cómo se transporta el oxígeno en sangre:

• Unido a la Hemoglobina: 98%
• Disuelto en plasma: 2% (P_aO₂)

Para calcular el contenido arterial de O₂ en sangre utilizaremos la siguiente fórmula:

CaO₂ en 100ml= [Hb(mg/dL) x SaO₂(%) x 1,34] + [PaO₂ (mmHg)x 0,0031]

Donde:

• Hb: concentración de hemoglobina del paciente (mg/dL)
• SaO₂: porcentaje de saturación de la hemoglobina en sangre aterial (%)
• 1,34: es el valor de la constante de Hüfner (capacidad máxima de carga de O₂ en 1g de hemoglobina)
• PaO₂: es la presión parcial de oxígeno en sangre arterial del paciente
• 0,0031: es la constante de disolución de oxígeno en sangre (Ley de Henry)

En medicina humana se estima que la concentración mínima de hemoglobina debe estar por encima de 6 mg/dL para evitar daño tisular por una entrega insuficiente de oxígeno a los tejidos¹.

1. Gasas: Según el tamaño y la saturación de sangre de la misma el volumen de sangre que pueden contener es variable
2. Sangre contenida en el cánister del aparato de succión: podemos calcular el volumen de sangre contenido en el mismo. Si únicamente contiene sangre simplemente se puede estimar observando el volumen aproximado que contiene. Si además de sangre, se han aspirado otros fluidos se pueden aplicar las siguientes fórmulas:

(Hb de la succión/ Hb inicial del paciente) x volumen del cánister
(Htco de la succión/ Htco inicial del paciente) x volumen del cánister

*Si utilizamos el hematocrito podríamos estar infravalorando la cantidad de sangre en la succión ya que normalmente hay rotura de los glóbulos rojos durante la succión por lo que resulta mas preciso realizar la medición de la concentración de hemoglobina.

3. Guías pictoriales: fotografías donde se observa la cantidad de sangre en diferentes contenedores quirúrgicos^13,14.

4. Hematocritos seriados: puede ser difícil de interpretar y no suele ser efectiva durante la pérdida aguda de sangre ya que los mecanismos compensatorios se ponen en marcha (contracción esplénica, vasoconstricción periférica…). La bajada del hematocrito se produce cuando comienza a haber movimiento de fluidos y tras la instauración de bolos de fluidoterapia de manera agresiva. A veces, la bajada de proteínas totales se produce antes que la caída del hematocrito, sin embargo la administración de fluidos en bolo puede dificultar su interpretación también.

1. Pérdida del volumen sanguíneo: La mayoría de los pacientes bajo anestesia pueden tolerar una pérdida del 10% de su volumen sanguíneo y no mostrar signos clínicos. En hemorragia aguda, se debe iniciar la estabilización con fluidoterapia agresiva cuando el paciente ha perdido alrededor del 25-30% del volumen sanguíneo ya que es cuando los mecanismos compensatorios empiezan a fallar y posiblemente se requiera transfundir al paciente. La decisión es mas difícil cuando nuestro paciente ha perdido alrededor del 20-25% de su volumen sanguíneo y es donde clínicamente debemos individualizar la necesidad o no de transfundir, teniendo en cuenta el valor inicial de hematocrito/hemoglobina obtenido en la evaluación preanestésica.
2. Hematocrito: Realmente no existe un “número mágico” y depende de la rapidez del desarrollo de los signos clínicos de anemia y alteración de parámetros analíticos (lactato, saturación venosa central del oxígeno [SvcO₂]). El desarrollo de signos clínicos va a estar relacionado con la cronicidad de la anemia y con las comorbilidades asociadas. Está demostrado que en modelos animales de sangrado agudo, cuando el hematocrito baja del 15% comienza a haber cambios en el ECG (depresión o elevación del segmento S-T), consistentes con isquemia miocárdica, y con hematocritos por debajo del 10%, se aumenta el lactato, se produce depresión miocárdica y finalmente muerte. Sin embargo, en pacientes con hematocritos por encima del 30% pueden no beneficiarse de la transfusión ya que las transfusiones no están exentas de riesgos, como por ejemplo: reacciones transfusionales.
3. Concentración de hemoglobina: En unas guías recientes de medicina humana, se ha sugerido que si el valor de la concentración de hemoglobina está por debajo de 6 g/dL se debe transfundir al paciente, para optimizar la entrega de oxígeno a los tejidos durante anestesia aunque se trate de anemia crónica¹.
4. Déficit de base (BE): En hemorragia aguda, nos podemos fijar también en el BE junto con los valores de hemoglobina o de hematocrito. En un estudio en perros con hemorragia aguda por traumatismo, describieron que el BE < - 6.6 podría indicar la necesidad de transfusión¹⁵.
5. Coagulopatía o hipoalbuminemia: en caso de aumento de los tiempos de coagulación o si la albúmina está por debajo de 2mg/dL podría considerarse la transfusión de plasma fresco congelado.

• Cronicidad de la anemia
• La presencia de comorbilidades: enfermedad cardiovascular, respiratoria, renal, sepsis o daño del SNC toleran peor la anemia y deben ser transfundidos antes que un paciente sano con un sangrado importante
• Ritmo de sangrado: en caso de hemorragia incontrolada el hematocrito no refleja la gravedad de la pérdida de sangre. Se debe instaurar fluidoterapia agresiva para tratar la hipovolemia e iniciar la transfusión de manera rápida.
• Indicadores de hipoperfusión: taquicardia, hipotensión severa,, elevación del segmento S-T en el ECG, hipotermia…
• Signos clínicos bajo anestesia general: normalmente es difícil reconocer un sangrado a no ser que sea un sangrado muy agudo. Además de los cambios cardiovasculares, podemos encontrar un plano anestésico mas profundo sin haber realizado ninguna intervención para profundizarlo.
• Aumento del lactato: si se realiza un análisis de gases sanguíneos, la severidad y duración del sangrado se correlaciona directamente con el nivel de lactato debido a la estimulación simpática como mecanismo compensatorio de la hipoperfusión/hipovolemia.

Existen en la literatura veterinaria múltiples fórmulas matemáticas para calcular el volumen de productos sanguíneos a administrar:

Sangre entera:

• 2ml/kg de sangre entera (Htco donante ≈ 40%) aumentará el hematocrito un 1%
• ml de sangre entera a transfundir = Htco deseado x [2,2x peso paciente(kg)]

Concentrado de eritrocitos:

• 1ml/kg de concentrado de eritrocitos (Htco ≈ 80%) aumentará el hematocrito un 1%
• 2ml x (Htco deseado- Htco actual) x kg
• 90ml x peso (kg) x ([Htco deseado- Htco actual]/Htco donante) (perros)
• 1.5 x (Htco deseado- Htco actual) x peso (kg)

Un estudio reciente, evaluó estas 4 fórmulas para calcular el volumen de concentrado de eritrocitos a administrar en perros y determinó que las dos últimas eran las mas precisas para estimar el aumento del hematocrito.

Plasma fresco congelado: (Figura 1)

• Coagulopatía: dosis de plasma fresco congelado = 10-15 ml/kg en perros y 6-9 ml/kg en gatos¹⁶
• Hipoalbuminemia: dosis de plasma debe ser superior a 18 ml/kg¹⁷. Algunos autores sugieren unos 30 ml/kg para aumentar la albúmina en 1g/dL.

A la hora de administrar productos sanguíneos se deben tener en cuenta una serie de consideraciones:

• La administración debe ser por vía intravenosa o intraósea y normalmente por una vía (periférica, corta y de gran calibre) diferente a la que estamos utilizando para administrar fármacos anestésicos y/o fluidos.
• Se requiere un filtro para captar los posibles microtrombos presentes.
• Algunas bombas de infusión peristálticas pueden causar rotura de los glóbulos rojos, por lo que se debe comprobar el mecanismo de la bomba antes de administrar la transfusión o utilizar un perfusor con una jeringa de infusión con filtro⁴ (Figura 2)
• Administrar el producto sanguíneo en 4-6 horas máximo ya que la sangre es un medio de crecimiento bacteriano⁴
• Atemperar los productos sanguíneos antes de administrarlos si es posible para disminuir la viscosidad de los mismos y prevenir la hipotermia del paciente
• Administrar la sangre más rápido si es necesario (p.ej. en situaciones de hipovolemia severa).
• Algunos clínicos administran de manera preventiva un antihistamínico para evitar reacciones transfusionales, pero la evidencia científica sobre esta práctica es escasa y controvertida en veterinaria
• Si se comienza la transfusión intraoperatoria, se debe chequear el hematocrito al finalizar la transfusión y en la recuperación del paciente.
• Si finalmente no se llegó a iniciar la transfusión intraoperatoria porque se consiguió estabilizar al animal, se recomienda chequear el hematocrito/proteínas totales (Htco/PT) dos horas tras la extubación del paciente, dando tiempo a los movimientos de fluidos estabilizarse y entonces se puede estimar mejor la cantidad de sangre que el paciente ha perdido y si es necesaria la transfusión.

Leucoreducción

Uso de un filtro que produce la adhesión de los leucocitos negativamente cargados al filtro por fuerzas electrostáticas y de Vander Waals.

Principales beneficios:

1. Reduce la frecuencia de las reacciones transfusionales no hemolíticas.
2. Aumenta el tiempo de almacenamiento del concentrado de eritrocitos.
3. Reduce la frecuencia de los daños por almacenamiento.
4. Disminuye la frecuencia de otras reacciones transfusionales

Signos clínicos de una reacción transfusional

Los típicos son fiebre, taquicardia, taquipnea, eritema/edema, vómitos/diarrea, pigmenturia, animal inquieto, hipersalivación (especialmente en gatos). Sin embargo, la mayor parte de estos signos clínicos no van a ocurrir durante anestesia por lo que debemos monitorizar:

• Constantes vitales basales (FC, FR, PA, Tª!), color de las mucosas y TRC.
• Empezamos la transfusión a 0.5 ml/kg/h durante 15 minutos y evaluaremos los cambios cardiovasculares que han ocurrido
• Aumentaremos la velocidad (1 ml/kg/h) durante 15 minutos más
• Aumentamos a la velocidad final calculada para administrar el volumen en 4-6h

En caso de hipotensión, taquicardia o un aumento de 1ºC durante la primera hora del inicio de la transfusión durante anestesia:

1. Descartar una reacción transfusional hemolítica aguda (evaluar hemoglobinuria, hacer microhematocrito y evaluar el suero buscando signos de hemólisis). En caso positivo, detener la transfusión.
2. En caso de no haber RT hemolítica, sospecharemos de RT febril no hemolítica, detendremos/reduciremos la velocidad infusión y reevaluaremos al paciente en 15-30min. En esos casos se puede considerar el uso de antihistamínicos/ glucocorticoides.

En transfusiones masivas hay que estar atentos a la aparición de hipotensión, taquicardia y prolongación del segmento Q-T en el ECG que podrían indicar hipocalcemia o hipomagnesemia, debido a la administración de citrato. En ese caso se deben realizar electrolitos y tratar las anormalidades encontradas¹⁸.

Autotransfusión

Transfusión de la propia sangre del paciente. Normalmente se realiza en situaciones de urgencia (traumatismo torácico/abdominal, ruptura tumor cavitario, coagulopatía por raticidas…) extrayendo la sangre de terceros espacios para reponérsela al paciente por vía intravenosa¹⁹.

Se puede realizar mediante recuperadores de sangre autóloga tipo “Cell-Saver”²⁰ o manualmente mediante una técnica aséptica por toracocentesis, abdominocentesis o en cirugía a través de un sistema de succión estéril.

Ventajas:

• Ausencia reacciones transfusionales inmunológicas
• Previene la hipotermia ya que la sangre esta atemperada
• Ofrece mayores concentraciones de 2,3 Difosfoglicerato que sangre almacenada
• Disminución del riesgo de sobrecarga ya que el volumen obtenido de sangre es igual al volumen perdido por el paciente
• Potencialmente más barato

Desventajas:

• Riesgo de administrar sangre contaminada (orina, bilis, materia fecal…)
• Hemólisis
• Diseminación de células neoplásicas
• Riesgo infección en caso de una técnica no estéril
• Coagulopatía / falta de plaquetas

Se debe mantener la esterilidad en todo momento para evitar infecciones (limpieza quirúrgica de la piel, guantes estériles, técnica aséptica). Si la sangre lleva tiempo en una cavidad corporal (tórax/abdomen) en teoría no es necesario usar citrato ya que la sangre se ha desfibrinado. Durante la administración de una autotransfusión se debe utilizar un filtro de transfusión para evitar microtrombos (aire, grasa, microcoágulos).

Xenotransfusión

Administración de sangre canina a un paciente felino, normalmente debido a falta de disponibilidad de sangre felina en situaciones de urgencia vital²¹. Las consideraciones son las mismas que para una autotransfusión, a diferencia de que las reacciones transfusionales son muy comunes²². La xenotransfusión no suele durar mas de 2-4 días y en un estudio reciente demostraron que el 65% de los gatos tuvieron una reacción transfusional hemolítica tardía a los 2 días aproximadamente²³.

1. Jutkowitz LA (2004) Blood Transfusion in the Perioperative Period
   Clinical Techniques in Small Animal Practice. 19(2) 75-82
2. Haley AL, Mann FA, Middleton J et al. (2015) Perioperative red blood cell transfusion requirement for various surgical procedures in dogs: 207 cases (2004–2013). JAVMA. 247(1): 85-91
3. Dugdale A. Veterinary Anaesthesia: Principles to practice. Wiley&Sons, First Edition 2010. Wiley-Blackwell Publishing, UK.
4. Kuo KW and McMichael M (2020) Small Animal Transfusion Medicine. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 50(6):1203-1214.
5. Gauthier V, Holowaychuk MK, Kerr CL et al.(2015) Effect of Synthetic Colloid Administration on Coagulation in Healthy Dogs and Dogs with Systemic Inflammation. J Vet Intern Med. 2015 Jan-Feb; 29(1): 276–285.
6. Blais MC, Berman L, Oakley DA, et al (2007) Canine Dal Blood Type: A Red Cell Antigen Lacking in Some Dalmatians J Vet Intern Med. 21(2): 281–286.
7. Weinstein NM, Blais MC, Harris K, et al. (2007) A newly recognized blood group in domestic shorthair cats: the Mik red cell antigen. J Vet Intern Med. 2007 Mar-Apr;21(2):287-92.
8. Humm KR and Chan DL (2020) Prospective evaluation of the utility of cross-matching prior to first transfusion in cats: 101 cases. J Small Anim Pract. 2020 May;61(5):285-291.
9. Weltman JG, Fletcher DJ, Rogers C et al. (2014) Influence of cross-match on posttransfusion packed cell volume in feline packed red blood cell transfusion. J Vet Emerg Crit Care (San Antonio) 24(4):429-36.
10. Sylvane B, Jennifer Prittie J, Hohenhaus AE, et al. (2018) Effect of cross-match on packed cell volume after transfusion of packed red blood cells in transfusion-naïve anemic cats. J Vet Intern Med. 32(3):1077-1083.
11. Binvel M, Arsenault J, DepréB, et al. (2021) Identification of 5 novel feline erythrocyte antigens based on the presence of naturally occurring alloantibodies. J Vet Intern Med. 2021 Jan;35(1):234-244.
12. McClosky ME, Cimino Brown D, Weinstein NM, et al. (2018) Prevalence of naturally occurring non-AB blood type incompatibilities in cats and influence of crossmatch on transfusion outcomes. J Vet Intern Med. 32(6):1934-1942.
13. Cumming SH and Martinez-Taboada F. (2020) Blood Loss Estimation in Small Animals and Assessment of a Pictorial Tool to Improve Accuracy in a Global Population of Veterinary Anesthesia Staff. Front. Vet. Sci.7(7):212.
14. Cumming SH and Martinez-Taboada F. (2020) Development and assessment of a pictorial guide to improve accuracy of visual estimation of blood loss of small animals. Vet Anaesth Analg. 47(3):301-308.
15. Stillion JR and Fletcher DJ (2012) Admission base excess as a predictor of transfusion requirement and mortality in dogs with blunt trauma: 52 cases (2007-2009) J Vet Emerg Crit Care (San Antonio). 22(5):588-94.
16. Lane WG and Sinnott-Stutzman VB (2020) Retrospective evaluation of fresh frozen plasma use in 121 cats: 2009-2016. J Vet Emerg Crit Care (San Antonio). 30(5):558-566.
17. Beer KS, Silverstein DC (2015) Controversies in the use of fresh frozen plasma in critically ill small animal patients J Vet Emerg Crit Care (San Antonio). 25(1):101-6.
18. Le Chevallier D. (2019) Management of massive blood loss in a dog under general anaesthesia during a sternotomy. Companion animal. 24(1): 8-13
19. Cole LP and Humm K, (2019) Twelve autologous blood transfusions in eight cats with haemoperitoneum. J Feline Med Surg 21(6): 481-487
20. Kellett-Gregory LM, Mayank Seth M, Sophie A et al. (2013) Autologous canine red blood cell transfusión using cell salvage devices. Journal of Veterinary Emergency and Critical Care 23(1) pp 82–86
21. Deschamps J-Y (2020) Is xenotransfusion of canine blood to cats really a bad practice? J Small Anim Pract 61(3):147.
22. Bovens, C, Gruffydd-Jones, T. (2012) Xenotransfusion with canine blood in the feline species: review of the literature. J Feline Med Surg 15: 62–67.
23. Le Gal A, Thomas EK, Humm KR (2020) Xenotransfusion of canine blood to cats: a review of 49 cases and their outcome. J Small Anim Pract. 61(3):156-162.