Clininfectovet

Epidemiología bacteriana y perfil de sensibilidad antibiótica en perros de Medellín – Colombia. Estudio retrospectivo 2019-2022

Resumen breve

El objetivo de este estudio fue determinar los géneros bacterianos que afectan a los sistemas orgánicos de perros con sospecha de infección bacteriana, así como su perfil de resistencia/sensibilidad a los antibióticos, mediante un análisis retrospectivo de los cultivos y antibiogramas realizados entre los años de 2019 y 2022 en el laboratorio (Instituto de Medicina Tropical -ICMT) del Centro deVeterinaria y Zootecnia (CVZ) de la Universidad-CES, en Medellín, Colombia. Las muestras fueron…

Resumen

El objetivo de este estudio fue determinar los géneros bacterianos que afectan a los sistemas orgánicos de perros con sospecha de infección bacteriana, así como su perfil de resistencia/sensibilidad a los antibióticos, mediante un análisis retrospectivo de los cultivos y antibiogramas realizados entre los años de 2019 y 2022 en el laboratorio (Instituto de Medicina Tropical -ICMT) del Centro deVeterinaria y Zootecnia (CVZ) de la Universidad-CES, en Medellín, Colombia. Las muestras fueron analizadas mediante cultivo eidentificación tradicional, así como antibiograma por Kirby-Bauer. Se colectaron y analizaron de forma descriptiva 2274 exámenes, de estos 38% resultaron negativos y 62% positivos, las muestras correspondían a 44% hembras y 56% machos, con edad media de 4 ± 6años. Staphylococcus 525/1410 (37%), Escherichia coli 451/1410 (32%), Proteus 116/1410 (8%), Pseudomonas 85/1410 (6%), y Klebsiella 83/1410 (5%) fueron los géneros que se aislaron con mayor frecuencia. Los sistemas orgánicos más afectados fueron: tegumentario 682/1410 (48%), urinario 436/1410 (31%), auditivo 114/1410 (8%) respiratorio 64/1410 (4.5%) y digestivo 57/1410 (4%). El análisis de sensibilidad antibiótica dio como resultado, Staphylococcus multirresistentes, apenas sensibles a Amoxicilina-clavulánico. Se identificó desarrollo exacerbado de resistencia por parte de Escherichia coli y por varios géneros bacterianos a las quinolonas. Infecciones dermatológicas y respiratorias no deberían ser tratadas sin el resultado de cultivo y antibiograma; infecciones urinarias,aunque pueden ser tratadas empíricamente con Amoxicilina-clavulánico están en franco desarrollo de resistencia; y el sistema digestivo aunque representó baja prevalencia, exhibió amplia sensibilidad a las penicilinas.

Introducción

En los últimos años, los animales de compañía se han convertido en parte importante de la sociedad, consecuentemente, el uso de medicamentos entre ellos de antibióticos ha aumentado exponencialmente. Algunos países han incrementado sus regulaciones para el usode estos fármacos en animales de producción, debido al efecto directo e indirecto que puede tener en la resistencia antibiótica y la salud de los humanos, sin embargo, esto no ha ocurrido con los animales de compañía, pese a estimaciones de participación de hasta 50% del total de antibióticos usados en animales1.

Políticas de regulación para el uso de antibióticos en animales, en ciertos países, surgieron de estudios que dilucidaban la relación tangible entre el uso indiscriminado y el origen de la resistencia a antibióticos dentro del concepto de una salud One health1. Incluso, en Colombia, el ministerio de salud se ha preocupado con esta condición y ha desarrollado un “Plan Estratégico Nacional de Respuesta ala Resistencia a los Antimicrobianos” 2que incluye algunas reglamentaciones para el uso de antibióticos en animales de producción, sin embargo estas regulaciones son laxas, permiten continuar con el uso indiscriminado de estos medicamentos, y además no se ha socializado ni entrenado a los profesionales veterinarios para la aplicación de este plan estratégico de control2.

Los perros y los gatos son reconocidos reservorios que facilitan la transferencia de cepas resistentes de bacterias a los humanos, debido al cercano contacto físico con sus propietarios. Así, el uso desmedido de antimicrobianos en estas especies lleva al desarrollo de bacterias resistentes, que pueden afectar a las personas y viceversa. El intestino de los animales es un ambiente ideal para la selección y transferenciade genes de resistencia antimicrobiana, entre habitantes saprófitos y patógenos del tracto intestinal. Debido a las condiciones sanitarias las personas tienen contacto directo con las heces y la transferencia de estas cepas es bastante fácil. Se sabe que, la resistencia a los antibióticos es una situación alarmante, sin embargo, en nuestro medio el perfil de resistencia bacteriana en los animales de compañía ha sido poco estudiado3,4.

Este estudio tuvo por objetivo determinar los agentes bacterianos que afectan de forma común a los diversos sistemas orgánicos de perroscon sospecha de infección bacteriana en la ciudad de Medellín, Colombia, así como su sensibilidad y resistencia a los antibióticos usadosde rutina en la clínica de estos animales, entre los años 2019 y 2022.

Materiales y métodos

Se realizó un estudio observacional, retrospectivo. Para tal, se efectuó un levantamiento de los registros de cultivos y antibiogramas realizados entre diciembre del 2019 y 2022, en el laboratorio clínico (Instituto de Medicina Tropical -ICMT) del Centro de Veterinaria yZootecnia (CVZ) de la Universidad CES, Medellín, Colombia. Fueron seleccionados los registros apenas de cultivos y antibiogramas realizados a muestras provenientes de perros, enviadas al laboratorio por sospecha de infección bacteriana, con registros completos disponibles para su revisión.

Cada una de las muestras remitidas al laboratorio clínico fue procesada por los profesionales responsables, utilizando métodos bacteriológicos tradicionales y estandarizados. Para el cultivo y diferenciación se sembraban las muestras en agar Sangre y MacConkey, se incubaban a 37°C, por 72 horas, tiempo en el cual si no se conseguía crecimiento de colonias se clasificaba como libre de crecimiento (negativo). Obtenido crecimiento se realizaba una preclasificación morfológica por observación directa de las colonias y por tinción de Gram; posteriormente se utilizaban las pruebas bioquímicas TSI, lisina, urea, citrato y sim, como descrito por Markey y colaboradores en 20135, para la clasificación de su género.

Aislado el microrganismo principal e identificado su género, se procedió a realizar antibiograma mediante la técnica o método de Kirby Bauer6siguiendo los estándares internacionales para pruebas de susceptibilidad por dilución o discos antimicrobianos para bacteriasaisladas de animales del Instituto de Normas Clínicas y de Laboratorio7. En esta prueba se utilizaron seis discos impregnados con antibacterianos acordes a la sensibilidad histórica e indicación tisular de cada colonia identificada; y mediante el halo de inhibición medido en mm después de la incubación y comparación de este halo con los estándares internacionales, se clasificó la respuesta de la colonia aislada como sensible o resistente a cada uno de estos antibióticos.

Todas las informaciones disponibles en estos registros fueron consignadas en planillas electrónicas estandarizadas, incluyendo variables cualitativas y cuantitativas, como, raza, edad, sexo, sistema afectado, muestra enviada, diagnóstico presuntivo, resultado del cultivo y delantibiograma. Finalizada la fase de recolección de datos, las planillas se analizaron mediante estadísticas descriptivas en Microsoft Excel®incluyendo, cantidad y proporción de exámenes de cultivo positivos y negativos, número de pacientes, proporción de razas, franjas etarias,sexos, sistemas afectados, bacterias más comunes, en general y por sistema afectado; sensibilidad y resistencia por sistema afectado y por genero bacteriano. Con estas estadísticas descriptivas se realizaron tablas y gráficas que identifican la proporción de casossospechosos, casos con infección confirmada, bacterias aisladas, sensibilidad y resistencia antibiótica, cada una de estas comparaciones, en general, por sistema orgánico afectado y por genero bacteriano.

Resultados

En total en este estudio se incluyeron 2274 cultivos y antibiogramas, de los cuales 866 (38%) resultaron negativos para crecimiento de bacterias patógenas y 1408 (62%) positivos. La edad de los perros oscilo entre los 6 ± 4 años, 1270 muestras (56%) fueron provenientes de machos y 1004 muestras (44%) de hembras. Las muestras provenían de diferentes tipos de animales: animales sin raza definida 676muestras (30%), Bulldog francés 185 (8%), Shih-tzu 92 (5%), Golden etriever 82 (4%), Schnauzer 78 (3%) Pitbull 75 (3%), Yorkshire 74(3%), Beagle 73 (3%), Bulldog inglés 66 (3%) y otras razas 873 (39%).

Los sistemas orgánicos afectados fueron: el tegumentario con 682/1408 (48%) muestras positivas, urinario 436/1408 (31%), ótico 114/1408 (8%), respiratorio 64/1408 (5%), digestivo 57/1408 (4%), musculoesquelético 28/1408 (2%), reproductivo 17/1408 (1%), circulatorio 6/1408 (0,7%) y oftálmico 3/1408 (0,3%) (Figura 1).

Figura 1. Representación gráfica de la distribución de infecciones bacterianas en los sistemas orgánicos afectados (izquierda) y de los géneros bacterianos patógenos aislados (derecha) en 1408 cultivos realizados en muestras sospechosas de infección bacteriana en perros de la ciudad de Medellín, Colombia entre 2019 y 2022.

Las bacterias aisladas fueron correspondientes a los géneros: Staphylococcus 550/1408 (39%), Escherichia coli 452/1408 (32%), Proteus117/1408 (8%), Streptococcus 88/1408 (6%), Pseudomonas 85/1408 (6%), Klebsiella 83/1408 (6%), Enterobacter 23/1408 (2%) y otrosgéneros 10/1408 (1%) (ver Figura 1). La distribución de los géneros bacterianos por sistema orgánico afectado se presenta en la (Figura2).

Figura 2. Distribución de géneros bacterianos aislados por sistema orgánico afectado, en 1408 cultivos realizados en muestras sospechosas de infección bacteriana en perros de la ciudad de Medellín, Colombia entre 2019 y 2022.

La sensibilidad antibiótica encontrada en las infecciones de los sistemas orgánicos afectados para cada uno de los antibióticos listados se presenta en la Tabla 1.

Tabla 1. Resultado del análisis de los antibiogramas realizados para cada uno de los sistemas afectados, clasificando las infecciones como sensibles (sensibilidad mayor al 60% de los casos) o resistentes a cada uno de los antibióticos.

Sistema afectadoAntibióticos resistentesAntibióticos sensibles
TegumentarioAmikacina, Gentamicina, Enrrofloxacina, Cefotaxima, Ampicilina-Sulbactam, Trimetoprim-sulfa, Penicilina G, Ceftriaxona, Ciprofloxacina, Marbofloxacina, Rifampicina, Cefalexina, Imipenem, Doxiciclina, Cloranfenicol, Oxacilina, Fosfomicina, CeftiofurTetraciclina, Amoxicilina-clavulánico, Doxiciclina, Clindamicina
UrinarioAmikacina, Gentamicina, Enrrofloxacina, Cefotaxima, Ampicilina-Sulbactam, Trimetoprim-sulfa, Penicilina G, Ceftriaxona, Ciprofloxacina, Amoxicilina-clavulánico, Rifampicina, ImipenemTetraciclina, Cefalexina
ÓticoAmikacina, Gentamicina, Enrrofloxacina, Cefotaxima, Ampicilina-Sulbactam, Trimetoprim-sulfa, Penicilina G, Tetraciclina, Ceftriaxona, Ciprofloxacina, Rifampicina, CefalexinaAmoxicilina-clavulánico, Oxacilina
RespiratorioAmikacina, Gentamicina, Enrrofloxacina, Cefotaxima, Ampicilina-Sulbactam, Trimetoprim- sulfa, Ceftriaxona, CiprofloxacinaAmoxicilina-clavulánico, Cefalexina
DigestivoAmikacina, Gentamicina, Enrrofloxacina, Cefotaxima, Ampicilina-Sulbactam, Trimetoprim-sulfa, Ceftriaxona, Ciprofloxacina, CefalexinaAmoxicilina-clavulánico
MusculoesqueléticoAmikacina, Gentamicina, Enrrofloxacina, Cefotaxima, Ampicilina-Sulbactam, Trimetoprim-sulfa, Ciprofloxacina, Rifampicina, CefalexinaAmoxicilina-clavulánico
ReproductivoAmikacina, Gentamicina, Enrrofloxacina, Ampicilina-Sulbactam, Trimetoprim-sulfa, Ciprofloxacina, RifampicinaAmoxicilina-clavulánico, Cefalexina
Circulatorio*Amikacina, Gentamicina, Enrrofloxacina, Ampicilina-Sulbactam, Trimetoprim-sulfa

Se considera una infección sensible a un antibiótico cuando este sea el resultado en por lo menos 60% de los caos.

*Indica que hubo un tamaño de muestra menor a 10 casos analizados.

Por su vez, el perfil de sensibilidad/resistencia a los antibióticos para las principales bacterias aisladas se presenta en la (Figura 3).

Figura 3. Representación gráfica del perfil de sensibilidad/resistencia antibiótica (Amik: Amikacina, Genta: Gentamicina, Enro: Enrfloxacina, Cefo: Cefotaxima, AmpSu: Ampicilina-sulbactam, TrimSu: Trimetoprim-sulfa, Peni: Penicilina G, Tetr: Tetraciclina, Ceftx: Ceftiofur, Cipro: Ciprofloxacina, AmoCl: Amoxi-clavulanico, Marbo: Marbofloxacina, Rifa: Rifampicina, Cefa: Ceflexina, Doxi: Doxiciclina, Oxac: Oxacilina, Clin: Clindamicina) encontrado en las principales bacterias aisladas en 1408 cultivos realizados en muestras sospechosas de infección bacteriana en perros de la ciudad de Medellín, Colombia entre 2019 y 2022.

Discusión

Nuestro estudio describe el perfil epidemiológico y de sensibilidad/resistencia antibiótica de aislados bacterianos, provenientes de varios sistemas orgánicos, en perros que recibieron atención veterinaria en la ciudad de Medellín y como parte del plan diagnóstico sus médicos veterinarios enviaron muestras para cultivo y antibiograma al laboratorio ICMT del CVZ de la Universidad CES. La mayoría de los aislamientos fueron de los géneros Staphylococcus, Escherichia coli, Proteus, Pseudomona y Klebsiella; estos patógenos son similares a los descritos en estudios en humanos y animales en varios países8–13.

En el sistema tegumentario el patógeno más común fue el Staphylococcus (57%), este resultado coincide con el publicado por Hillier et al. En el año 2014 en Canadá en la publicación de directrices para el diagnóstico y la terapia antimicrobiana de la foliculitis bacterianasuperficial canina14y en ese estudio el perfil de resistencia a la mayoría de los antibióticos evaluados fue similar al encontrado por nosotros: amikacina 91%, gentamicina 71%, enrofloxacina 62%, cefotaxima 94%, ampicilina sulbactan 73%, penicilina G 86%, e inclusocon los resultados reportados por Gomez-Beltran et al. en el año 2022 en Colombia, estos últimos autores afirman que el género Staphylococcus exhibe un alto desarrollo de resistencia a la mayoría de los antibióticos usados de rutina en la clínica de pequeños animales15.

En el sistema urinario la bacteria aislada con mayor frecuencia fue la Escherichia coli (55%), resultados coincidentes con un estudiorealizado en Australia en el año 2011 por Thomson et al.16en perros y el estudio realizado en humanos en los Estados Unidos deAmérica por Lisa K. McLellan et al en el año 2016, donde afirman que la bacteria más común en el sistema urinario es la Escherichia col 17.Estas bacterias en nuestro estudio exhibieron un alto porcentaje de resistencia a los antibióticos: amikacina 87%, gentamicina 74%, enrrofloxacina 72%, cefotaxima 74%, ampicilina sulbactam 60% y penicilina G 85%; resultado que difiere en gran medida con el publicado en el año 2015 por Chang et al. en China donde evaluaron 201 muestras de orina de perros con infección del tracto urinario diagnosticada mediante examen clínico y análisis de orina18, estos autores observaron que la Escherichia coli aún exhibía bastante susceptibilidad a antibióticos de primera línea. Esta discrepancia es de gran preocupación, porque pone en manifiesto un acelerado desarrollo de resistencia en nuestro medio.

En el sistema auditivo el género bacteriano más común fue Staphylococcus (51%), lo que está en acuerdo con los reportes de Perry et al. yBabafela et al. en los años 2017 y 2018 en Canadá19,20. En nuestro estudio este género demostró un alto perfil de resistencia a los antibióticos: amikacina 91%, gentamicina 60%, cefotaxima 60%, ampicilina sulbactam 61% y penicilina G 70%, coincidiendo con los resultados de un estudio publicado en el año 2018 en Francia por Bergot et al. donde se analizaron 182 muestras de secreciones de oídos de perros que presentaron otitis y 55% a 65% resultaron ser resistentes a la meticilina.21

En el sistema respiratorio la bacteriana más común fue la Escherichia coli (39.1%), lo cual difiere de las asertivas de Moon et al. en el año 2022 en un estudio realizado en perros de Corea22, en el cual encontraron mayor proporción de Staphylococcus pseudintermedius (33.3%). El perfil de resistencia a los antibióticos de esta bacteria es preocupante: Amikacina 89%, gentamicina 70%, cefotaxima63%, penicilina G 75%, tetraciclina 67%, ceftriaxona 71%, ciprofloxacina 66%, rifampicina 88%, imipenem 100%, resultados bastante peores de los reportados por Oluoch et al. en el año 2001 en un estudio que se realizó en perros 23en los cuales la Escherichia coli exhibió alta sensibilidad a enrrofloxacina (88%), gentamicina (91%) y amikacina (86%) entre otros.

En el sistema digestivo se aisló con más frecuencia Escherichia coli (75%) de igual forma que ocurrió en el estudio realizado por Wagner etal. En el año 2007 en Estados Unidos, en perros y gatos24. En nuestro estudio esta bacteria exhibió un alto perfil de resistencia a antibióticos como: Amikacina 93%, gentamicina 79%, enrrofloxacina 63%, cefotaxima 75%, penicilina G 100%, ceftriaxona 82%, ciprofloxacina 71%,rifampicina 100%, ceftiofur 100%, resultados coincidentes con los de Hwa So et al. de un estudio realizado en Corea en el año 2011 dondese analizaron 63 hisopados rectales de perros hospitalizados y se aislaron Escherichia coli resistentes a varias familias de antibióticos25.

En el sistema musculo esquelético la bacteria más aislada fue del género Staphylococcus (22%), lo que coincide con estudios realizados en medicina humana en el año 2016 en Francia identifican a esta bacteria como la causante de más del 60% de las infecciones de huesos y articulaciones. Yousef Maali et al26coincide con esta apreciación en los resultados de su estudio del 2019 en Estados Unidos en perros sometidos a cirugía de osteotomía de nivelación del plato tibial (TPLO)27. Staphylococcus en nuestro estudio demostraron un alto perfil de resistencia a los siguientes antibióticos: Amikacina 88%, gentamicina 83%, enrrofloxacina 75% cefotaxima 80%, trimetorpim-sulfa 60%, ceftriaxona 75%, ciprofloxacina 80%, rifampicina 82% y oxacilina 100%, resistencia similar a la reportada por Lord et al. en el año 2023 en Estados Unidos, en aislados de muestras caninas con niveles de resistencia general de 51%28.

En el sistema reproductivo las bacterias más aisladas fueron del género Staphylococcus (41%), difiriendo de los estudios de Golińska et al.realizados en Polonia en 2021, donde mencionan que los aislados bacterianos más comunes del tracto vaginal de perras eran Escherichia coli29y Hutchins et al. en 2014 que hallaron como principal patógeno a la Escherichia coli y Staphylococcus en segundo lugar30. Ennuestro estudio se identificó alto índice de resistencia a: amikacina 100%, gentamicina 100%, enrofloxacina 77% cefotaxima 100%,ampicilina con sulbactam 71%, trimetoprim-sulfa 88%, ceftriaxona 100%, ciprofloxacina 73%, rifampicina 78%, clindamicina 100% y ceftiofur 100%, de forma similar a la resistencia reportada por Rocha et al. en en Brasil en 2022, en el cual hallaron bacterias del género Staphylococcus resistentes a meticilina31.

En el sistema circulatorio la bacteria aislada más frecuentemente fue Escherichia coli (50%) coincide con lo publicado por Tsuyuki et al. en 2018 en Japón, donde identifican Escherichia coli como la bacteria más común en hemocultivos de perros32. Adicionalmente se determinó un alto perfil de resistencia a los antibióticos: amikacina 67%, gentamicina 67%, enrrofloxacina 100%, ampicilina-sulbactam 67%, ciprofloxacina100%, rifampicina 100% y cefalexina 100%, resultados que coinciden con los de Marchetti et al. en 2021 en Argentina donde en 100 muestras sanguíneas de perros se reportan alta resistencias por la Escherichia coli a la tetraciclina, la estreptomicina y la ampicilina33. Nuestros resultados arrojaron que 866/2274 (38%) de las muestras provenientes de perros con sospecha de infección bacteriana resultaron negativas, esto significa que a pesar que los médicos tratantes sospecharon de alguna infección no hubo crecimiento bacteriano en las primeras 72 horas, esto puede deberse a que muchas muestras para cultivo bacteriano se realizan después de una antibioticoterapia empírica, también porque muchas sintomatologías aparentan infección bacteriana, como lo son las secreciones, pero realmente pueden ser trasudados estériles o simplemente porque la muestra no fue adecuada para el cultivo. Cabe mencionar que practicas empíricas del uso de antibióticos aumenta el riesgo de desarrollo de resistencia antimicrobiana tal como lo menciona Del Hoyo et al en el año 2018 en un estudio realizado en España34reafirmando la necesidad de realizar cultivos en la sospecha de infección bacteriana y así evitar el uso indiscriminado de antibióticos.

En cuanto, a la identificación de los géneros bacterianos que afectan más comúnmente a los perros, Staphylococcus y Escherichia colifueron los más frecuentes en los sistemas orgánicos estudiados, nuestros resultados coinciden los publicados en el año 2022 por Dong-Chan Moon et al en un estudio de prevalencia bacteriana en la piel, la orina, las heces diarreicas y las muestras respiratorias de perros en Corea donde afirman que Staphylococcus y Escherichia coli son los géneros bacterianos más comúnmente aislados22.

Durante el estudio se encontró que los sistemas tegumentario 48.4% y urinario 31%, son los que presentan mayor número de análisis esto podría deberse a que las consultas dermatológicas suelen ser las más comunes en medicina de perros según datos publicados en por Villegas et al en el año 2010 en un estudio realizado en Colombia, mediante análisis retrospectivo de los registros clínicos del Centrode Veterinaria y Zootecnia de la Universidad CES 2004-200935y las infecciones del tracto urinario en perros son muy recurrentes y esto obliga a los veterinarios dedicados a pequeñas especies a enviar más muestras para cultivo bacteriano coincidiendo con lo publicado en el año 2019 por Weese et al en un estudio en Canadá36.

Discutiendo los datos de sensibilidad/resistencia antibiótica en este estudio, resultan preocupantes los géneros de bacteria deStaphylococcusy Escherichia coli, el único antibiótico de uso común que mostró alta sensibilidad frente a estos patógenos fue Amoxicilina-clavulánico, nuestros resultados coinciden con los publicados en el año 2023 por Pinthanon et al en Tailandia en un estudio de resistencia bacteria en perros37.

Conclusión

La prevalencia de infecciones bacterianas en la población de perros con sospecha de esta afección en Medellín fue del 62%, los sistemasmás afectados son el tegumentario y el urinario. En los cuales, se encontraron infecciones causadas en su mayoría por bacteriaspertenecientes a los géneros, Staphylococcus y Escherichia coli. El análisis de sensibilidad a los antimicrobianos es muy preocupante, Staphylococcus, resultó ser multirresistente y apenas Amoxicilina-clavulánico se considera eficaz como tratamiento empírico en este tipode infecciones. Hay un alarmante desarrollo de resistencia por parte de Escherichia coli y por parte de varios géneros a las quinolonas. Los sistemas tegumentario y respiratorio no deberían ser tratados sin el resultado de un cultivo bacteriano; el sistema urinario, aunque puedeser tratado empíricamente con amoxicilina-clavulánico se encuentra en franco desarrollo de resistencia por parte de las bacterias que lo aquejan; el sistema digestivo presenta amplia sensibilidad aún a penicilinas y puede ser tratado con tal. En el concepto One Health la medicina veterinaria debe incluirse como un pilar importante para minimizar esta creciente amenaza para la salud, humana, ambiental y animal.

Bibliografía

  1. Hernández-Barrera JC, Angarita-Merchán M, Prada-Quiroga CF. Impacto del uso de antimicrobianos en medicina veterinaria. Cienc Agric. 2017; 14 (2): 27-38. https://doi.org/10.19053/01228420.v14.n2.2017.7146
  2. MINSALUD Colombia. Plan nacional de respuesta a la resistencia a los antimicrobianos. 2018;66. chrome-extension://efaidnbmnnnibpcajpcglclefindmkaj/https://www.minsalud.gov.co/sites/rid/Lists/Bibl iotecaDigital/RIDE/VS/MET/plan-respuesta-resistencia-antimicrobianos.pdf
  3. Muñoz E. Análisis del comportamiento de los principales géneros bacterianos frente a antimicrobianos, obtenidos a partir de muestras clínicas de origen animal remitidas a un laboratorio veterinario de la ciudad de Cali, Colombia durante los años 2013-2014; tesis de especialización, Cali, Colombia, Universidad de la plata; 2018 https://doi.org/10.35537/10915/66364
  4. Gómez-Beltrán DA, Villar D, López-Osorio S, Ferguson D, Monsalve LK, Chaparro-Gutiérrez JJ. Prevalence of Antimicrobial Resistance in Bacterial Isolates from Dogs and Cats in a Veterinary Diagnostic Laboratory in Colombia from 2016–2019. 2020; 7 (4): 173. https://doi.org/10.3390/vetsci7040173
  5. Markey, Leonard, Archambault, Cullinane & Maguire. Clinical Veterinary Microbiology E-Book. 2nd Edition. Elsevier. 2013
  6. Basak S, Singh P, Rajurkar M. Multidrug Resistant and Extensively Drug Resistant Bacteria: A Study, 2016; 2016: 4065603. https://doi.org/10.1155/2016/4065603
  7. Clinical and Laboratory Standards Institute. Performance standards for antimicrobial disk and dilution susceptibility tests for bacteria isolated from animals. CLSI 4th edition. 2018.
  8. Suthar N, Roy S, Call DR, Besser TE, Davis MA. An Individual-Based Model of Transmission of Resistant Bacteria in a Veterinary Teaching Hospital, 2014; 2014: 0098589 https://doi.org/10.1371/journal.pone.0098589
  9. Brusselaers N, Vogelaers D, Blot S. The rising problem of antimicrobial resistance in the intensive care unit. Ann Intensive Care. 2011; 1 (1): 47.https://doi.org/10.1186/2110-5820-1-47
  10. Walther B, Tedin K, Lübke-Becker A. Multidrug-resistant opportunistic pathogens challenging veterinary infection control. Vet Microbiol. 2017; 200: 71-8. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2016.05.017
  11. Stull JW, Weese JS. Hospital-Associated Infections in Small Animal Practice. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 2015; 45 (2): 217-33. https://doi.org/10.1016/j.cvsm.2014.11.009
  12. Pachori P, Gothalwal R, Gandhi P. Emergence of antibiotic resistance Pseudomonas aeruginosa in intensive care unit; a critical review. Genes Dis. 2019; 6 (2): 109-19. https://doi.org/10.1016/j.gendis.2019.04.001
  13. Sader HS, Castanheira M, Streit JM, Flamm RK. Frequency of occurrence and antimicrobial susceptibility of bacteria isolated from patients hospitalized with bloodstream infections in United States medical centers (2015–2017). Diagn Microbiol Infect Dis. 2019; 95 (3): 114850. https://doi.org/10.1016/j.diagmicrobio.2019.06.002
  14. Hillier A, Lloyd DH, Weese JS, Blondeau JM, Boothe D, Breitschwerdt E, et al. Guidelines for the diagnosis and antimicrobial therapy of canine superficial bacterialfolliculitis (Antimicrobial Guidelines Working Group of the International Society for Companion Animal Infectious Diseases). Vet Dermatol. 2014; 25 (3): 163-e43. https://doi.org/10.1111/vde.12118
  15. Gomez Veltran DA. Evaluación del uso de antimicrobianos por los veterinarios de pequeñas especies de Medellín (Antioquia) y de la resistencia bacteriana frente a las principales infecciones que requieren tratamiento antimicrobiano en caninos y felinos. Tesis de maestria, Colombia, Universidad de antioquia, 2022. https://hdl.handle.net/10495/28034
  16. Thompson MF, Litster AL, Platell JL, Trott DJ. Canine bacterial urinary tract infections: new developments in old pathogens. Vet J Lond Engl 1997. 2011; 190 (1): 22-7. DOI: 10.1016/j.tvjl.2010.11.013
  17. McLellan LK, Hunstad DA. Urinary Tract Infection: Pathogenesis and Outlook. Trends Mol Med. 2016; 22 (11): 946-57. doi: 10.1016/j.molmed.2016.09.003
  18. CHANG SK, LO DY, WEI HW, KUO HC. Antimicrobial resistance of Escherichia coli isolates from canine urinary tract infections. J Vet Med Sci. 2015; 77 (1): 59-65. doi: 10.1292/jvms.13-0281
  19. Perry LR, MacLennan B, Korven R, Rawlings TA. Epidemiological study of dogs with otitis externa in Cape Breton, Nova Scotia. Can Vet J Rev Veterinaire Can.2017; 58 (2): 168-74. PMID: 28216686
  20. Awosile BB, McClure JT, Saab ME, Heider LC. Antimicrobial resistance in bacteria isolated from cats and dogs from the Atlantic Provinces, Canada from 1994–2013. Can Vet J. 2018; 59 (8): 885-93. PMID: 30104781
  21. Bergot M, Martins-Simoes P, Kilian H, Châtre P, Worthing KA, Norris JM, et al. Evolution of the Population Structure of Staphylococcus pseudintermedius in France. Front Microbiol. 2018; 9: 3055. doi: 10.3389/fmicb.2018.03055
  22. Moon DC, Choi JH, Boby N, Kang HY, Kim SJ, Song HJ, et al. Bacterial Prevalence in Skin, Urine, Diarrheal Stool, and Respiratory Samples from Dogs. Microorganisms. 2022; 10 (8): 1668. DOI: 10.3390/microorganismos10081668
  23. Oluoch AO, Kim CH, Weisiger RM, Koo HY, Siegel AM, Campbell KL, et al. Nonenteric Escherichia coli isolates from dogs: 674 cases (1990-1998). J Am Vet MedAssoc. 2001; 218 (3): 381-4. DOI: 10.2460/javma.2001.218.381
  24. Wagner KA, Hartmann FA, Trepanier LA. Bacterial culture results from liver, gallbladder, or bile in 248 dogs and cats evaluated for hepatobiliary disease: 1998-2003. J Vet Intern Med. 2007; 21 (3): 417-24. DOI: 10.1892/0891-6640(2007)21[417:bcrflg]2.0.co;2
  25. So JH, Kim J, Bae IK, Jeong SH, Kim SH, Lim S kyung, et al. Dissemination of multidrug-resistant Escherichia coli in Korean veterinary hospitals. Diagn MicrobiolInfect Dis. 2012; 73 (2): 195-9. DOI: 10.1016/j.diagmicrobio.2012.03.010
  26. Maali Y, Martins-Simões P, Valour F, Bouvard D, Rasigade JP, Bes M, et al. Pathophysiological Mechanisms of Staphylococcus Non-aureus Bone and JointInfection: Interspecies Homogeneity and Specific Behavior of S. pseudintermedius. Front Microbiol. 2016; 7: 1063. doi: 10.3389/fmicb.2016.01063
  27. Giannetto JJ, Aktay SA. Prospective Evaluation of Surgical Wound Dressings and the Incidence of Surgical Site Infections in Dogs Undergoing a Tibial Plateau Levelling Osteotomy. Vet Comp Orthop Traumatol VCOT. 2019; 32 (1): 18-25. DOI: 10.1055/s-0038-1676352
  28. Lord J, Millis N, Jones RD, Johnson B, Kania SA, Odoi A. An epidemiological study of the predictors of multidrug resistance and methicillin resistance among Staphylococcus spp. isolated from canine specimens submitted to a diagnostic laboratory in Tennessee, USA. PeerJ. 2023; 11: e15012. DOI: 10.7717/peerj.15012
  29. Golińska E, Sowińska N, Tomusiak-Plebanek A, Szydło M, Witka N, Lenarczyk J, et al. The vaginal microflora changes in various stages of the estrous cycle of healthyfemale dogs and the ones with genital tract infections. BMC Vet Res. 2021; 17: 8. doi: 10.1186/s12917-020-02710-y
  30. Hutchins RG, Vaden SL, Jacob ME, Harris TL, Bowles KD, Wood MW, et al. Vaginal Microbiota of Spayed Dogs with or without Recurrent Urinary TractInfections. J Vet Intern Med. 2014; 28 (2): 300-4. doi: 10.1111/jvim.12299
  31. Rocha MFG, Paiva DDQ, Amando BR, Melgarejo CMA, Freitas AS, Gomes FIF, et al. Antimicrobial susceptibility and production of virulence factors bybacteria recovered from bitches with pyometra. Reprod Domest Anim Zuchthyg. 2022; 57 (9): 1063-73. DOI: 10.1111/rda.14181
  32. Tsuyuki Y, Kurita G, Murata Y, Takahashi T, Veterinary Infection Control Association (VICA) Sepsis Working Group. Bacteria isolated from companion animals in Japan (2014-2016) by blood culture. J Infect Chemother Off J Jpn Soc Chemother. 2018; 24 (7): 583-7. DOI: 10.1016/j.jiac.2018.01.014
  33. Marchetti L, Buldain D, Gortari Castillo L, Buchamer A, Chirino-Trejo M, Mestorino N. Pet and Stray Dogs as Reservoirs of Antimicrobial-Resistant Escherichia coli. Int J Microbiol. 2021; 2021: 6664557. DOI: 10.1155/2021/6664557
  34. Del hoyo M, Simon M. Enterobacterias aisladas de infecciones urogenitales de perro y gato, evolución temporal de la resistencia a los antibióticos y valoración de losresultados respecto a la salud humana y animal. Tesis de grado. Zaragoza: Universida de Zaragoza; 2018.
  35. Universidad CES. Análisis retrospectivo de los registros clínicos del Centro de Veterinaria y Zootecnia de la Universidad CES 2004-2009. CES Med Vet Zootec. 2010; 5 (2): 61-8. https://revistas.ces.edu.co/index.php/mvz/article/view/1430
  36. International Society for Companion Animal Infectious Diseases (ISCAID) guidelines for the diagnosis and management of bacterial urinary tract infections in dogsand cats. Vet J. 2019; 247: 8-25. DOI: 10.1016/j.tvjl.2019.02.008
  37. Pinthanon A, Nithitarnwat C, Pintapin C, Siripanee C, Yindee J, Am-In N, et al. Rapid identification of canine uropathogens by matrix-assisted laserdesorption/ionization-time-of-flight mass spectrometry and the clinical factors that correlated bacterial species and antimicrobial resistance. Vet Res Commun.2023; 47 (3): 1457-69. DOI: 10.1007/s11259-023-10096-z

Regístrate en CLINVET y podras acceder a todo nuestro contenido totalmente gratis

Sin cuotas, sin sorpresas, sin spam.
En 1 minuto estarás leyendo este artículo.

Especie

Perros558
Gatos416
Reptiles28
Conejos38
Aves29
Otros animales41
Roedores15
Animales de granja2

Revista

Clinanesvet

Clincardiovet

Clincirvet

Clinetovet

Clinnutrivet

Clinfelivet

Clininfectovet

Clindervet

Clinoncovet

Clinlabvet

Clinurgevet

Clinatv

Accede a CLINVET y podrás visualizar todo nuestro contenido

Recuerda que para poder leer nuestras revistas debes ser un usuario registrado y eso implica la aceptación del aviso legal y los términos y condiciones de uso. Si ya estás registrado inicia sesión.
@
*****
Acceder

Recordar contraseña


No tengo usuario, Registrarse gratis

Regístrate en CLINVET y podrás acceder a todo nuestro contenido

Las revistas Clinvet són exclusivas para veterinarios. Al registrarte, declaras ser veterinario y aceptar los Terminos y Condiciones.
@
*****
Nombre
País
Teléfono
Enviar

¿Has olvidado tu contraseña?

Indícanos tu correo electrónico y recibirás un correo con las instrucciones para restaurarla. Si no lo recibes, revisa tu carpeta de spam.
@
Enviar
Consultas